引用本文： 秦时月, 殷丽, 姚勇, 邹健, 孙超. 糖尿病视网膜病变患者血清中微小RNA-195表达结果检测. 中华眼底病杂志, 2015, 31(2): 134-138. doi: 10.3760/cma.j.issn.1005-1015.2015.02.006 复制
微小RNA(miRNA)能以一种特定的方式诱发信使RNA(mRNA)降解或抑制mRNA翻译，进而抑制蛋白质合成[1-3]。其参与进化、细胞增生、细胞凋亡、肿瘤和免疫反应等生物学过程，调节着人类三分之一的基因[4-8]。血清miRNA还可以作为多种疾病的生物学标记[9, 10]。研究发现，miRNA在糖尿病视网膜病变(DR)的发生发展中发挥重要作用[11-14]。但血清miRNA是否与DR具有相关性，miRNA是否在DR的发病机制中发挥作用，目前尚不清楚。为此，我们通过基因芯片、逆转录聚合酶链反应(RT-PCR)检测了DR患者、糖尿病(DM)患者及正常受检者血清中最具表达差异的miRNA-195(miR-195)表达，并对其调控的潜在靶基因高迁移率族蛋白B1(HMGB1)的表达变化进行了观察。现将结果报道如下。
1 对象和方法
2013年10～12月在南京医科大学附属无锡人民医院内分泌科住院治疗的DM患者57例(DM组)及在眼科住院治疗的DR患者40例(DR组)纳入本研究。DM组患者均符合世界卫生组织制定的DM诊断标准[15]。DR组患者经裂隙灯显微镜、间接检眼镜及荧光素眼底血管造影检查，结果符合DR临床诊断标准[16]。DM组患者中，男性30例，女性27例；年龄30~86岁，平均年龄(64.8±12.3)岁；DM病程10~30年，平均DM病程(16.9±12.6)年。DR组患者中，男性21例，女性19例；年龄38~85岁，平均年龄(67.5±11.4)岁；DM病程10~30年，平均DM病程(17.3±10.1)年。选择同期在眼科门诊常规检查的健康者41名作为正常组。其中，男性26名，女性15名；年龄32~81岁，平均年龄(60.9±12.2)岁。DM组、DR组及正常组受检者之间性别、年龄比较，差异无统计学意义(P＞0.05)。
经本院伦理委员会审批并获取所有受检者的知情同意后，抽取受检者静脉血5 ml，乙二胺四乙酸抗凝，4℃、3000r/min离心15 min，提取血浆置于-80℃冰箱备用。采用改良异硫氰酸肌法(TriZol)提取血浆总RNA，用NanoDrop 2000紫外分光光度计(美国Thermo Scientific公司)分析RNA纯度和浓度。选取纯度值为1.8~2.1的样本。
每组随机选取10个样本，采用基因芯片(丹麦Exiqon公司)检测受检者血清miRNA表达水平，所有检测由上海康成生物工程有限公司完成。通过PubMed数据库进行信息检索，并结合差异倍数较大的原则选取与新生血管、细胞增生相关的miRNA-195，采用LightCycler 1.5定量PCR仪(瑞士Roche公司)行实时RT-PCR，验证基因芯片检测结果。选取差异表达的miRNA，按照RT-PCR定量试剂盒(美国Invetrogen公司)说明书，以U6为内参，将miRNA逆转录成cDNA，然后进行实时荧光定量检测。miR-195的PCR引物及逆转录引物购自美国Invetrogen公司。每例样本均做3个复孔，Ct值取3次平均值，样品ΔCt=Ct样品-CtU6，样品ΔΔCt=ΔCt样品-ΔCt校正样品，以2-ΔΔCt样品表示每个miRNA的相对表达比率[17]，即样品的miRNA表达量表示成校正样品的2-ΔΔCt样品倍。2-ΔΔCt样品＞2为表达增强，2-ΔΔCt样品＜0.5为表达减弱[18]。
汇总Mirnada、Mmirbase、Targetscan数据库中已知miRNA靶点信息，将3种数据库的结果交集作为最终miRNA的靶基因结果，同时结合已发现的与DR相关的基因，对靶基因进行功能分析，确定HMGB1可能是miR-195调控的潜在靶基因。
参照文献[19]的方法，采用含10%胎牛血清的RPMI-1640培养液培养人脐静脉内皮细胞(HUVEC，美国Gibco公司)，置于37℃、5%CO2及相对湿度条件下的培养箱中培养。取对数生长期细胞进行细胞转染，按siRNA-MateTM转染试剂盒(美国Invetrogen公司)说明书的方法将miR-195模拟物、模拟物对照或miR-195抑制物、抑制物对照分别转染到HUVEC中。miR-195模拟物：上游引物5′-UAGCAGCACAGAAA UAUUGGC-3′，下游引物5′CAAUAUUUCUGUGC UGCUAUU-3′；模拟物对照：上游引物5′-UUCUCCG AACGUGUCACGUTT-3′，下游引物5′-ACGUGAC ACGUUCGGAGAATT-3′；miR-195抑制物：5′-GCC AAUAUUUCUGUGCUGCUA-3′，抑制物对照：5′-C AGUACUUUUGUGUAGUACAA-3′。转染前1 d收集对数生长期细胞接种于6孔细胞培养板，待细胞融合率达50%时分别将5 nmol/L miR-195模拟物、模拟物对照、miR-195抑制物、抑制物对照转染细胞6 h，用荧光倒置显微镜检测转染效率。转染效率达80%时以无血清RPMI-1640培养液洗涤2次，加入含10%胎牛血清的RPMI-1640培养液继续培养24 h用于后续实验。
建立miR-195高表达和低表达细胞模型。高表达细胞模型分为空白对照组、高表达组及阴性对照组。空白对照组HUVEC不作任何处理；高表达组HUVEC转染miR-195模拟物；阴性对照组HUVEC转染模拟物对照。低表达细胞模型分为空白对照组、低表达组及阴性对照组。空白对照组HUVEC不作任何处理；低表达组HUVEC转染miR-195抑制物；阴性对照组HUVEC转染抑制物对照。细胞转染24 h后，Trizol法提取细胞总RNA，分光光度计测定总RNA的纯度。采用实时定量RT-PCR检测转染后细胞中HMGB1 mRNA的相对表达比率。细胞转染72 h后，提取细胞总蛋白。采用蛋白免疫印迹法(Western blot)检测HMGB1蛋白的表达。
采用SPSS 18.0软件进行统计分析，数据以均数±标准差(
2 结果
基因芯片检测结果显示，与DM组和正常组比较，DR组有195个miRNA具有差异表达。其中，155个miRNA上调，40个miRNA下调。DR组miR-195表达较DM组下调8.34倍，较正常组下调11.47倍。
RT-PCR验证结果与基因芯片检测结果相符。DM组miR-195表达是正常组的(0.72±0.06)倍，DR组miR-195表达分别是DM组、正常组的(0.28±0.08)、(0.03±0.01)倍。与DM组(F=0.034，t=8.057)和正常组(F=0.370，t=9.522)比较，DR组miR-195表达均明显减弱，差异均有统计学意义(P＜0.05)。与正常组比较，DM组miR-195表达有所减弱，但差异无统计学意义(F=0.283，t=3.242；P＞0.05)。
RT-PCR检测结果显示，在高表达细胞模型中，高表达组HUVEC的HMGB1 mRNA表达分别是空白对照组、阴性对照组的(0.41±0.20)、(0.38±0.15)倍，空白对照组HUVEC的HMGB1 mRNA表达是阴性对照组的(0.88±0.05)倍。与空白对照组(F=0.023，t=11.287)和阴性对照组(F=0.365，t=7.471)比较，高表达组HUVEC的HMGB1 mRNA表达明显下调，差异有统计学意义(P＜0.05)。与阴性对照组比较，空白对照组HUVEC的HMGB1 mRNA表达无明显变化，差异无统计学意义(F=0.032，t=4.482；P＞0.05)。在低表达细胞模型中，低表达组HUVEC的HMGB1 mRNA表达分别是空白对照组、阴性对照组的(3.76±0.11)、(4.83±0.27)倍，空白对照组HUVEC的HMGB1 mRNA表达是阴性对照组的(1.38±0.04)倍。与空白对照组(F=0.053，t=10.871)和阴性对照组(F=0.492，t=6.883)比较，低表达HUVEC的HMGB1 mRNA表达明显上调，差异有统计学意义(P＜0.05)。与阴性对照组比较，空白对照组HUVEC的HMGB1 mRNA表达无明显变化，差异无统计学意义(F=0.934，t=3.869；P＞0.05)。
Western blot检测结果显示，在高表达细胞模型中，空白对照组、高表达组及阴性对照组HUVEC的HMGB1蛋白表达分别为45.34±0.37、22.51±0.44、42.15±0.21。高表达组HUVEC的HMGB1蛋白表达较空白对照组(F=0.021，t=8.820)、阴性对照组(F=0.039，t=7.401)明显下降，差异有统计学意义(P＜0.05)。与阴性对照组比较，空白对照组HUVEC的HMGB1蛋白表达无明显变化，差异无统计学意义(F=0.283，t=2.593；P＞0.05)(图 1)。在低表达细胞模型中，空白对照组、低表达组及阴性对照组HUVEC的HMGB1蛋白表达分别为25.77±0.51、48.34±0.32、25.90±0.13。低表达组HUVEC的HMGB1蛋白表达较空白对照组(F=0.186，t=10.092)、阴性对照组(F=0.017，t=12.923)明显升高，差异有统计学意义(P＜0.05)。与阴性对照组比较，空白对照组HUVEC的HMGB1蛋白表达无明显变化，差异无统计学意义(F=0.283，t=2.593；P＞0.05)(图 2)。
图1
高表达细胞模型中各组HMGB1蛋白表达比较
图2
低表达细胞模型中各组HMGB1蛋白表达比较
3 讨论
我们将基因芯片技术应用于DR患者血清中miRNA的检测，发现195个具有差异表达的miRNA，其中miR-195尤为值得关注。MiR-195是miRNA-15/107基因家族成员，位于染色体17p13.1上。其与肿瘤细胞的生长、增生、凋亡、侵袭和迁移等密切相关[20-27]。Wang等[27]通过体外实验发现，在原发性肝细胞癌中，miR-195的表达可以减少肿瘤组织中微血管的数量，并抑制肿瘤的转移。更重要的是，miR-195可以通过抑制血管内皮生长因子(VEGF)的表达，从而抑制血管新生。而DR最主要的特征是视网膜微血管功能障碍，视网膜血管新生以及VEGF在其中发挥重要作用。因此，本研究对miR-195进行了后续进一步的深入研究。
通过生物信息学分析，我们发现HMGB1可能是miR-195的调控靶基因。HMGB1是一组高度保守的非组织核蛋白，存在于多种真核细胞的细胞核中，可诱导细胞分化、触发及调节炎症反应[28]。DR的发病机制错综复杂，近来许多临床和实验研究表明了炎症在DR的微血管损伤机制中发挥重要作用[29]。Lutty等[30]研究发现，白细胞在DR的发生发展中起重要作用，并确定了DR是一种“炎症疾病”，HMGB1作为晚期炎性因子，可诱导炎性反应和促进新生血管的生成[31, 32]。Biscetti等[33]发现，HMGB1可通过VEGF促进DM患者缺血组织内新生血管的生成。因此，我们认为HMGB1参与了DR的炎性反应和血管新生，并且进一步研究了miR-195与HMGB1的具体调控机制。
HUVEC是目前DR研究中最常用的细胞模型，其体外培养易于生长，培养纯度较高[34-37]。我们将HUVEC转染miR-195模拟物和miR-195抑制物，建立miR-195高表达和低表达细胞模型，采用RT-PCR和Western blot分别检测细胞转染后HMGB1 mRNA以及蛋白表达量。结果显示，通过miR-195模拟物使miR-195过表达，能显著降低HMGB1 mRNA和蛋白表达水平。相反，通过miR-195抑制物来抑制miR-195的表达，能显著增加HMGB1 mRNA和蛋白表达水平。表明miR-195可以调控HMGB1的表达。由此我们推测，miR-195可以通过抑制HMGB1的表达，减少炎症反应以及新生血管的生成，从而延缓或抑制DR的发生发展。
本研究结果表明，DR患者血清中miR-195的表达明显下调，其可能通过调控HMGB1的表达发挥效应。但由于每个miRNA可以调控多个靶基因，同一个靶基因也可以受到多个miRNA的调控，因此不排除miR-195同时还作用于其他靶基因，协同调控DR发生发展的可能性。因此，今后还需要进一步研究miR-195调控的DR相关基因，并在更多的视网膜内皮细胞系中验证这一结果，进一步完善miR-195在DR中的功能及机制研究，并寻找可以抑制视网膜炎性反应、保护视网膜、延缓或减少DR发生的方法。
微小RNA(miRNA)能以一种特定的方式诱发信使RNA(mRNA)降解或抑制mRNA翻译，进而抑制蛋白质合成[1-3]。其参与进化、细胞增生、细胞凋亡、肿瘤和免疫反应等生物学过程，调节着人类三分之一的基因[4-8]。血清miRNA还可以作为多种疾病的生物学标记[9, 10]。研究发现，miRNA在糖尿病视网膜病变(DR)的发生发展中发挥重要作用[11-14]。但血清miRNA是否与DR具有相关性，miRNA是否在DR的发病机制中发挥作用，目前尚不清楚。为此，我们通过基因芯片、逆转录聚合酶链反应(RT-PCR)检测了DR患者、糖尿病(DM)患者及正常受检者血清中最具表达差异的miRNA-195(miR-195)表达，并对其调控的潜在靶基因高迁移率族蛋白B1(HMGB1)的表达变化进行了观察。现将结果报道如下。
1 对象和方法
2013年10～12月在南京医科大学附属无锡人民医院内分泌科住院治疗的DM患者57例(DM组)及在眼科住院治疗的DR患者40例(DR组)纳入本研究。DM组患者均符合世界卫生组织制定的DM诊断标准[15]。DR组患者经裂隙灯显微镜、间接检眼镜及荧光素眼底血管造影检查，结果符合DR临床诊断标准[16]。DM组患者中，男性30例，女性27例；年龄30~86岁，平均年龄(64.8±12.3)岁；DM病程10~30年，平均DM病程(16.9±12.6)年。DR组患者中，男性21例，女性19例；年龄38~85岁，平均年龄(67.5±11.4)岁；DM病程10~30年，平均DM病程(17.3±10.1)年。选择同期在眼科门诊常规检查的健康者41名作为正常组。其中，男性26名，女性15名；年龄32~81岁，平均年龄(60.9±12.2)岁。DM组、DR组及正常组受检者之间性别、年龄比较，差异无统计学意义(P＞0.05)。
经本院伦理委员会审批并获取所有受检者的知情同意后，抽取受检者静脉血5 ml，乙二胺四乙酸抗凝，4℃、3000r/min离心15 min，提取血浆置于-80℃冰箱备用。采用改良异硫氰酸肌法(TriZol)提取血浆总RNA，用NanoDrop 2000紫外分光光度计(美国Thermo Scientific公司)分析RNA纯度和浓度。选取纯度值为1.8~2.1的样本。
每组随机选取10个样本，采用基因芯片(丹麦Exiqon公司)检测受检者血清miRNA表达水平，所有检测由上海康成生物工程有限公司完成。通过PubMed数据库进行信息检索，并结合差异倍数较大的原则选取与新生血管、细胞增生相关的miRNA-195，采用LightCycler 1.5定量PCR仪(瑞士Roche公司)行实时RT-PCR，验证基因芯片检测结果。选取差异表达的miRNA，按照RT-PCR定量试剂盒(美国Invetrogen公司)说明书，以U6为内参，将miRNA逆转录成cDNA，然后进行实时荧光定量检测。miR-195的PCR引物及逆转录引物购自美国Invetrogen公司。每例样本均做3个复孔，Ct值取3次平均值，样品ΔCt=Ct样品-CtU6，样品ΔΔCt=ΔCt样品-ΔCt校正样品，以2-ΔΔCt样品表示每个miRNA的相对表达比率[17]，即样品的miRNA表达量表示成校正样品的2-ΔΔCt样品倍。2-ΔΔCt样品＞2为表达增强，2-ΔΔCt样品＜0.5为表达减弱[18]。
汇总Mirnada、Mmirbase、Targetscan数据库中已知miRNA靶点信息，将3种数据库的结果交集作为最终miRNA的靶基因结果，同时结合已发现的与DR相关的基因，对靶基因进行功能分析，确定HMGB1可能是miR-195调控的潜在靶基因。
参照文献[19]的方法，采用含10%胎牛血清的RPMI-1640培养液培养人脐静脉内皮细胞(HUVEC，美国Gibco公司)，置于37℃、5%CO2及相对湿度条件下的培养箱中培养。取对数生长期细胞进行细胞转染，按siRNA-MateTM转染试剂盒(美国Invetrogen公司)说明书的方法将miR-195模拟物、模拟物对照或miR-195抑制物、抑制物对照分别转染到HUVEC中。miR-195模拟物：上游引物5′-UAGCAGCACAGAAA UAUUGGC-3′，下游引物5′CAAUAUUUCUGUGC UGCUAUU-3′；模拟物对照：上游引物5′-UUCUCCG AACGUGUCACGUTT-3′，下游引物5′-ACGUGAC ACGUUCGGAGAATT-3′；miR-195抑制物：5′-GCC AAUAUUUCUGUGCUGCUA-3′，抑制物对照：5′-C AGUACUUUUGUGUAGUACAA-3′。转染前1 d收集对数生长期细胞接种于6孔细胞培养板，待细胞融合率达50%时分别将5 nmol/L miR-195模拟物、模拟物对照、miR-195抑制物、抑制物对照转染细胞6 h，用荧光倒置显微镜检测转染效率。转染效率达80%时以无血清RPMI-1640培养液洗涤2次，加入含10%胎牛血清的RPMI-1640培养液继续培养24 h用于后续实验。
建立miR-195高表达和低表达细胞模型。高表达细胞模型分为空白对照组、高表达组及阴性对照组。空白对照组HUVEC不作任何处理；高表达组HUVEC转染miR-195模拟物；阴性对照组HUVEC转染模拟物对照。低表达细胞模型分为空白对照组、低表达组及阴性对照组。空白对照组HUVEC不作任何处理；低表达组HUVEC转染miR-195抑制物；阴性对照组HUVEC转染抑制物对照。细胞转染24 h后，Trizol法提取细胞总RNA，分光光度计测定总RNA的纯度。采用实时定量RT-PCR检测转染后细胞中HMGB1 mRNA的相对表达比率。细胞转染72 h后，提取细胞总蛋白。采用蛋白免疫印迹法(Western blot)检测HMGB1蛋白的表达。
采用SPSS 18.0软件进行统计分析，数据以均数±标准差(
2 结果
基因芯片检测结果显示，与DM组和正常组比较，DR组有195个miRNA具有差异表达。其中，155个miRNA上调，40个miRNA下调。DR组miR-195表达较DM组下调8.34倍，较正常组下调11.47倍。
RT-PCR验证结果与基因芯片检测结果相符。DM组miR-195表达是正常组的(0.72±0.06)倍，DR组miR-195表达分别是DM组、正常组的(0.28±0.08)、(0.03±0.01)倍。与DM组(F=0.034，t=8.057)和正常组(F=0.370，t=9.522)比较，DR组miR-195表达均明显减弱，差异均有统计学意义(P＜0.05)。与正常组比较，DM组miR-195表达有所减弱，但差异无统计学意义(F=0.283，t=3.242；P＞0.05)。
RT-PCR检测结果显示，在高表达细胞模型中，高表达组HUVEC的HMGB1 mRNA表达分别是空白对照组、阴性对照组的(0.41±0.20)、(0.38±0.15)倍，空白对照组HUVEC的HMGB1 mRNA表达是阴性对照组的(0.88±0.05)倍。与空白对照组(F=0.023，t=11.287)和阴性对照组(F=0.365，t=7.471)比较，高表达组HUVEC的HMGB1 mRNA表达明显下调，差异有统计学意义(P＜0.05)。与阴性对照组比较，空白对照组HUVEC的HMGB1 mRNA表达无明显变化，差异无统计学意义(F=0.032，t=4.482；P＞0.05)。在低表达细胞模型中，低表达组HUVEC的HMGB1 mRNA表达分别是空白对照组、阴性对照组的(3.76±0.11)、(4.83±0.27)倍，空白对照组HUVEC的HMGB1 mRNA表达是阴性对照组的(1.38±0.04)倍。与空白对照组(F=0.053，t=10.871)和阴性对照组(F=0.492，t=6.883)比较，低表达HUVEC的HMGB1 mRNA表达明显上调，差异有统计学意义(P＜0.05)。与阴性对照组比较，空白对照组HUVEC的HMGB1 mRNA表达无明显变化，差异无统计学意义(F=0.934，t=3.869；P＞0.05)。
Western blot检测结果显示，在高表达细胞模型中，空白对照组、高表达组及阴性对照组HUVEC的HMGB1蛋白表达分别为45.34±0.37、22.51±0.44、42.15±0.21。高表达组HUVEC的HMGB1蛋白表达较空白对照组(F=0.021，t=8.820)、阴性对照组(F=0.039，t=7.401)明显下降，差异有统计学意义(P＜0.05)。与阴性对照组比较，空白对照组HUVEC的HMGB1蛋白表达无明显变化，差异无统计学意义(F=0.283，t=2.593；P＞0.05)(图 1)。在低表达细胞模型中，空白对照组、低表达组及阴性对照组HUVEC的HMGB1蛋白表达分别为25.77±0.51、48.34±0.32、25.90±0.13。低表达组HUVEC的HMGB1蛋白表达较空白对照组(F=0.186，t=10.092)、阴性对照组(F=0.017，t=12.923)明显升高，差异有统计学意义(P＜0.05)。与阴性对照组比较，空白对照组HUVEC的HMGB1蛋白表达无明显变化，差异无统计学意义(F=0.283，t=2.593；P＞0.05)(图 2)。
图1
高表达细胞模型中各组HMGB1蛋白表达比较
图2
低表达细胞模型中各组HMGB1蛋白表达比较
3 讨论
我们将基因芯片技术应用于DR患者血清中miRNA的检测，发现195个具有差异表达的miRNA，其中miR-195尤为值得关注。MiR-195是miRNA-15/107基因家族成员，位于染色体17p13.1上。其与肿瘤细胞的生长、增生、凋亡、侵袭和迁移等密切相关[20-27]。Wang等[27]通过体外实验发现，在原发性肝细胞癌中，miR-195的表达可以减少肿瘤组织中微血管的数量，并抑制肿瘤的转移。更重要的是，miR-195可以通过抑制血管内皮生长因子(VEGF)的表达，从而抑制血管新生。而DR最主要的特征是视网膜微血管功能障碍，视网膜血管新生以及VEGF在其中发挥重要作用。因此，本研究对miR-195进行了后续进一步的深入研究。
通过生物信息学分析，我们发现HMGB1可能是miR-195的调控靶基因。HMGB1是一组高度保守的非组织核蛋白，存在于多种真核细胞的细胞核中，可诱导细胞分化、触发及调节炎症反应[28]。DR的发病机制错综复杂，近来许多临床和实验研究表明了炎症在DR的微血管损伤机制中发挥重要作用[29]。Lutty等[30]研究发现，白细胞在DR的发生发展中起重要作用，并确定了DR是一种“炎症疾病”，HMGB1作为晚期炎性因子，可诱导炎性反应和促进新生血管的生成[31, 32]。Biscetti等[33]发现，HMGB1可通过VEGF促进DM患者缺血组织内新生血管的生成。因此，我们认为HMGB1参与了DR的炎性反应和血管新生，并且进一步研究了miR-195与HMGB1的具体调控机制。
HUVEC是目前DR研究中最常用的细胞模型，其体外培养易于生长，培养纯度较高[34-37]。我们将HUVEC转染miR-195模拟物和miR-195抑制物，建立miR-195高表达和低表达细胞模型，采用RT-PCR和Western blot分别检测细胞转染后HMGB1 mRNA以及蛋白表达量。结果显示，通过miR-195模拟物使miR-195过表达，能显著降低HMGB1 mRNA和蛋白表达水平。相反，通过miR-195抑制物来抑制miR-195的表达，能显著增加HMGB1 mRNA和蛋白表达水平。表明miR-195可以调控HMGB1的表达。由此我们推测，miR-195可以通过抑制HMGB1的表达，减少炎症反应以及新生血管的生成，从而延缓或抑制DR的发生发展。
本研究结果表明，DR患者血清中miR-195的表达明显下调，其可能通过调控HMGB1的表达发挥效应。但由于每个miRNA可以调控多个靶基因，同一个靶基因也可以受到多个miRNA的调控，因此不排除miR-195同时还作用于其他靶基因，协同调控DR发生发展的可能性。因此，今后还需要进一步研究miR-195调控的DR相关基因，并在更多的视网膜内皮细胞系中验证这一结果，进一步完善miR-195在DR中的功能及机制研究，并寻找可以抑制视网膜炎性反应、保护视网膜、延缓或减少DR发生的方法。
