引用本文： 田芳, 胡博杰, 李文博, 黄亮瑜, 高美子, 苏睿虹, 张晓敏, 李筱荣, 东莉洁. 高表达多聚嘧啶序列结合蛋白相关剪接因子对糖基化终产物诱导下视网膜Müller细胞凋亡的影响. 中华眼底病杂志, 2019, 35(1): 70-75. doi: 10.3760/cma.j.issn.1005-1015.2019.01.015 复制
近年来有研究表明，糖尿病视网膜病变（DR）视网膜神经系统病理改变先于视网膜微血管损害的出现，提示DR是一种神经血管性疾病[1-4]。视网膜Müller细胞是贯穿于视网膜全层的神经胶质细胞，主要参与调节视网膜神经元和血管的稳态平衡，对维持视网膜的正常生理功能起着重要作用[5-6]。糖基化终产物（AGEs）是一组在糖尿病患者体内高糖环境下由还原糖、蛋白质、脂类或核酸等有机大分子生成的不可逆非酶促反应终产物，可能在DR发生发展中发挥重要作用[7-14]。多聚嘧啶束结合蛋白相关剪接因子（PSF）是一种多功能蛋白，其可以通过下调VEGF表达而抑制氧诱导视网膜病变小鼠视网膜新生血管形成[15-17]。本研究选用AGEs诱导Müller细胞以期实现在一定程度上模拟糖尿病患者眼部的微环境特征，观察分析了PSF高表达对AGEs诱导下Müller细胞凋亡的影响，以期为进一步探讨DR的调控机制提供依据。现将结果报道如下。
1 材料和方法
1.1 主要实验材料、细胞鉴定及实验分组
人Müller细胞株（MIO-M1）由天津医科大学眼科医院柯屹峰老师惠赠。真核细胞表达载体增强型绿色荧光蛋白（pEGFP）-PSF由本实验室自行构建。糖基化修饰的牛血清白蛋白（美国BioVision公司），MTT（北京索莱宝科技有限公司），抗胶质纤维酸性蛋白（GFAP）抗体（ab7260）和抗谷氨酰胺合成酶（GS）抗体（ab64613，英国Abcam公司），DAPI（P36931）、Hoechst 33258染色剂（上海翊圣生物科技有限公司），ELISA细胞凋亡试剂盒（瑞士罗氏公司），2’,7’-二氯荧光素二乙酸酯（DCFH-DA，美国Sigma公司），转染试剂脂质体2000（美国Invitrogen公司）。
以3×105个/ml的细胞密度将细胞接种于12孔板中，待细胞汇合至70%左右，弃去培养基，PBS洗细胞3次，3 min/次。依据所使用抗体的要求，100%甲醇 500 μl固定10 min，PBS洗细胞3次，5 min/次。用0.5% Triton X-100/PBS 500 μl室温破膜10 min，PBS洗细胞3次，5 min/次。用10%山羊血清500 μl室温作用1 h，分别加入一抗（抗GFAP、GS抗体），4℃过夜后，PBS清洗3次，3 min/次；加入二抗，室温避光孵育2 h，PBS清洗3次，3 min/次；加入DAPI 1滴室温作用10 min后封片，荧光倒置显微镜观察。
将细胞密度为3.5×104个/ml的细胞爬片置于24、96孔细胞培养板中，待细胞融合度约70%时将其分为正常细胞组（N组）、空白对照组（N+AGEs组）、空载体对照组（Vec+AGEs组）及PSF高表达组（PSF+AGEs组）。N组为常规培养的Müller细胞；N+AGEs组仅做转染处理但不导入任何外源性基因的Müller细胞，同时联合AGEs诱导；Vec+AGEs组利用转染试剂脂质体2000将pEGFP空载体导入Müller细胞联合AGEs诱导；PSF+AGEs组利用转染试剂脂质体2000将pEGFP-PSF真核表达质粒导入Müller细胞联合AGEs诱导。N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞转染24 h后再应用AGEs（150μg/ml）诱导细胞72 h，随后进行后续实验。采用免疫印迹法明确pEGFP-PSF质粒的转染效率达到过表达。
1.2 PSF高表达对Müller细胞形态、生存力、凋亡及细胞中ROS水平的影响
采用HE染色观察各组细胞形态。各实验组细胞终止培养后取出盖玻片，PBS清洗细胞3次，3 min/次；4%多聚甲醛固定10 min，PBS清洗2次，1 min/次；0.5% Triton X-100/PBS破膜室温5 min，PBS清洗2次，1 min/次；浸入苏木精染液中，染色30 s，自来水冲洗，浸入稀盐酸酒精溶液进行分色（数秒钟），自来水冲洗，浸入淡氨水中使胞核蓝化（数秒钟），自来水浸洗，浸入伊红染液中1 min，自来水浸洗。经70%、80%、90%、95%酒精各1次进行逐级脱水，每次数秒钟，通过二甲苯透明，30 s/次。在载玻片上滴加中性树胶，将有细胞一面的盖玻片向下封固于载玻片上，于光学显微镜下观察细胞形态。
采用MTT比色法比较N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞生存力。各组细胞终止培养后弃培养液，细胞培养板中每孔加入110 μl MTT溶液，孵育4 h后每孔加入150 μl DMSO。采用酶联免疫检测仪测量波长490 nm处的吸光度［A，旧称光密度（OD）］值。每组设3个副孔，实验重复3次。
采用Hoechst 33258染色方法观察各组细胞形态。各组细胞终止培养后弃培养液，PBS漂洗3次，1 min/次；4%多聚甲醛固定10 min，PBS漂洗3次，5 min/次；用终浓度5 mg/L的Hoechst 33258荧光染料避光孵育10 min，PBS清洗3次，5 min/次。荧光显微镜下观察，拍照。
采用ELISA细胞凋亡试剂盒定量分析N+AGEs组、Vec+AGEs组及PSF+AGEs组的细胞凋亡值。实验方法依据试剂盒说明书进行。采用酶联免疫检测仪测量波长450 nm处的A值。每组设3个副孔，实验重复3次。
采用DCFH-DA法检测N+AGEs组、Vec+AGEs组及PSF+AGEs组细胞内ROS水平。各组细胞终止培养后利用PBS洗1次，并换上终浓度为25 µmol/L DCFH-DA培养箱孵育30 min后PBS洗2次。酶标仪测量分析各组细胞内ROS水平。每组设3个副孔，实验重复3次。
1.3 统计学方法
采用SPSS18.0软件进行统计学分析。采用Graphprism软件对所获得数据进行图表整理。首先对数据进行方差齐性检验，再利用Dunnett进行各实验组与对照组之间的两两比较。P＜0.05为差异有统计学意义。
2 结果
倒置相差显微镜观察发现，Müller细胞胞质丰富，胞体狭长，两端突起，呈梭形或不规则形状单层生长。GFAP免疫细胞化学荧光染色鉴定结果显示，95%以上细胞GFAP、GS染色阳性，均表现为胞浆内绿色荧光；DAPI细胞核染色显示细胞核呈圆形，染色均一（图1）。
光学显微镜观察发现，N组细胞形态饱满，胞浆染色均一，细胞核呈圆形，胞质丰富，胞体狭长，两端突起，呈梭形或不规则形状单层生长；N+AGEs组及Vec+AGEs组细胞体积缩小，胞质致密浓缩，嗜酸性染色增强；PSF+AGEs组细胞形态尚饱满，胞浆染色较均匀，偶见体积缩小（图2）。
图2
各组细胞光学显微镜像。2A~2D分别示N组、N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组。N组细胞形态饱满；N+AGEs组、Vec+AGEs组细胞形态皱缩；PSF+AGEs组细胞形态尚饱满 HE ×80
荧光显微镜观察发现，N组细胞核呈圆形，染色均一；N+AGEs、Vec+AGEs组细胞核则表现为致密浓染，皱缩变小或呈碎块状；PSF+AGEs组细胞部分细胞核呈新月状，并且细胞核碎裂减少（图3）。
图3
各组细胞荧光显微镜像。3A~3D分别示N组、N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组。N组细胞核形态完整；N+AGEs组、Vec+AGEs组细胞核固缩碎裂（白箭头）；PSF+AGEs碎裂减少（白箭头） ×80
N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞生存力分别为0.42±0.11、0.35±0.12、0.68±0.12。PSF+AGEs组细胞生存力较N+AGEs组、Vec+AGEs组明显提高，差异有统计学意义（F=20.65，P=0.000）（图4A）。
ELISA检测结果显示，N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞凋亡值分别为1.08±0.16、0.96±0.20、0.44±0.08。PSF+AGEs组细胞凋亡值较N+AGEs组、Vec+AGEs组明显降低，差异有统计学意义（F=43.43，P=0.000）（图4B）。
DCFH-DA法检测发现，N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞内ROS水平分别为28 833.67±3 550.06、28 356.67±4 854.81、18 616.00±3 382.54。PSF+AGEs组细胞内ROS水平较N+AGEs组、Vec+AGEs组明显降低，差异有统计学意义（F=18.86，P=0.000）（图4C）。
图4
各组细胞生存力、凋亡率及细胞内ROS水平比较。4A示细胞生存力；4B示细胞凋亡率；4C示细胞内ROS水平。*P＜0.05
3 讨论
AGEs与血糖控制状况和病变的严重程度密切相关[8]。一系列研究结果显示，AGEs可诱导视网膜移植体的神经胶质细胞反应以及神经元细胞变性[11]。AGEs受体参与调控高糖诱导的Müller细胞炎症反应，AGEs刺激Müller细胞VEGF及碱性成纤维细胞因子的表达，且大鼠DR模型中AGEs的堆积可以导致Müller细胞功能障碍[12-14]。这提示AGEs在DR发生发展的过程中发挥重要作用。PSF是一种多功能蛋白，可抑制成年斑马鱼视神经的再生[1-3]。此外，PSF还通过调节细胞因子信号抑制物3的表达间接参与视神经再生的调控，这一发现对视神经损伤性疾病有重要的学术意义和潜在的应用价值[5-7]。本课题组的研究工作一直围绕PSF对于眼科疾病的调控作用展开[15-17]，本研究将PSF引入人视网膜Müller细胞模型中，并利用AGEs作为诱导剂刺激Müller细胞，探讨PSF高表达对AGEs作用下Müller细胞的影响。
本研究结果显示，正常培养的Müller细胞形态饱满，胞浆染色均一，细胞核呈圆形；经AGEs刺激后细胞出现体积变小，细胞质浓缩，染色质高度凝聚、边缘化等相关表现。同时我们应用MTT法发现，AGEs刺激可显著下调Müller细胞的生存力。这些现象均提示AGEs刺激导致Müller细胞受损。
我们进一步通过Hoechst 33258染色示踪细胞核的改变，结果显示经AGEs刺激后细胞核皱缩变小，皱缩甚至碎裂。这些现象表征细胞凋亡程序的启动。这提示PSF高表达可有效改善Müller细胞的形态学改变，显著上调Müller细胞生存力，缓解AGEs诱导的Müller细胞的损伤，下调Müller细胞凋亡率。为明确AGEs是否可以诱导Müller细胞凋亡，我们进一步利用凋亡检测试剂盒对各组Müller细胞进行定量分析。结果显示，AGEs诱导可以导致Müller细胞凋亡，而PSF高表达可以抑制Müller细胞的凋亡。这提示PSF是Müller细胞凋亡的潜在保护因子。
氧化应激是指体内ROS的产生和抗氧化防御体系之间失衡，导致ROS聚集对组织造成损伤的病理状态[18]。诱导ROS产生是AGEs导致组织损伤的一条重要途径。有研究表明，ROS导致的氧化应激是细胞凋亡的一个重要触发因素[19-23]。为初步了解PSF蛋白抑制AGEs诱导的Müller细胞凋亡的途径，我们检测PSF高表达对于AGEs诱导的Müller细胞ROS表达情况的影响。结果显示，PSF高表达可以显著下调AGEs诱导的Müller细胞ROS表达。综合本研究实验结果，我们推测PSF蛋白或可通过抑制AGEs诱导的氧化应激反应造成ROS堆积，从而维持Müller细胞的稳态平衡，缓解Müller细胞凋亡。这提示PSF蛋白有望成为临床中预防和治疗DR的潜在生物学靶点。但由于本研究仅在体外实验中对相关假设进行了验证，得到的只是初步结论；今后我们还将在动物实验中验证PSF蛋白保护Müller细胞免受AGEs诱导的氧化应激损害的具体机制，为PSF在临床中的应用奠定理论基础。
近年来有研究表明，糖尿病视网膜病变（DR）视网膜神经系统病理改变先于视网膜微血管损害的出现，提示DR是一种神经血管性疾病[1-4]。视网膜Müller细胞是贯穿于视网膜全层的神经胶质细胞，主要参与调节视网膜神经元和血管的稳态平衡，对维持视网膜的正常生理功能起着重要作用[5-6]。糖基化终产物（AGEs）是一组在糖尿病患者体内高糖环境下由还原糖、蛋白质、脂类或核酸等有机大分子生成的不可逆非酶促反应终产物，可能在DR发生发展中发挥重要作用[7-14]。多聚嘧啶束结合蛋白相关剪接因子（PSF）是一种多功能蛋白，其可以通过下调VEGF表达而抑制氧诱导视网膜病变小鼠视网膜新生血管形成[15-17]。本研究选用AGEs诱导Müller细胞以期实现在一定程度上模拟糖尿病患者眼部的微环境特征，观察分析了PSF高表达对AGEs诱导下Müller细胞凋亡的影响，以期为进一步探讨DR的调控机制提供依据。现将结果报道如下。
1 材料和方法
1.1 主要实验材料、细胞鉴定及实验分组
人Müller细胞株（MIO-M1）由天津医科大学眼科医院柯屹峰老师惠赠。真核细胞表达载体增强型绿色荧光蛋白（pEGFP）-PSF由本实验室自行构建。糖基化修饰的牛血清白蛋白（美国BioVision公司），MTT（北京索莱宝科技有限公司），抗胶质纤维酸性蛋白（GFAP）抗体（ab7260）和抗谷氨酰胺合成酶（GS）抗体（ab64613，英国Abcam公司），DAPI（P36931）、Hoechst 33258染色剂（上海翊圣生物科技有限公司），ELISA细胞凋亡试剂盒（瑞士罗氏公司），2’,7’-二氯荧光素二乙酸酯（DCFH-DA，美国Sigma公司），转染试剂脂质体2000（美国Invitrogen公司）。
以3×105个/ml的细胞密度将细胞接种于12孔板中，待细胞汇合至70%左右，弃去培养基，PBS洗细胞3次，3 min/次。依据所使用抗体的要求，100%甲醇 500 μl固定10 min，PBS洗细胞3次，5 min/次。用0.5% Triton X-100/PBS 500 μl室温破膜10 min，PBS洗细胞3次，5 min/次。用10%山羊血清500 μl室温作用1 h，分别加入一抗（抗GFAP、GS抗体），4℃过夜后，PBS清洗3次，3 min/次；加入二抗，室温避光孵育2 h，PBS清洗3次，3 min/次；加入DAPI 1滴室温作用10 min后封片，荧光倒置显微镜观察。
将细胞密度为3.5×104个/ml的细胞爬片置于24、96孔细胞培养板中，待细胞融合度约70%时将其分为正常细胞组（N组）、空白对照组（N+AGEs组）、空载体对照组（Vec+AGEs组）及PSF高表达组（PSF+AGEs组）。N组为常规培养的Müller细胞；N+AGEs组仅做转染处理但不导入任何外源性基因的Müller细胞，同时联合AGEs诱导；Vec+AGEs组利用转染试剂脂质体2000将pEGFP空载体导入Müller细胞联合AGEs诱导；PSF+AGEs组利用转染试剂脂质体2000将pEGFP-PSF真核表达质粒导入Müller细胞联合AGEs诱导。N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞转染24 h后再应用AGEs（150μg/ml）诱导细胞72 h，随后进行后续实验。采用免疫印迹法明确pEGFP-PSF质粒的转染效率达到过表达。
1.2 PSF高表达对Müller细胞形态、生存力、凋亡及细胞中ROS水平的影响
采用HE染色观察各组细胞形态。各实验组细胞终止培养后取出盖玻片，PBS清洗细胞3次，3 min/次；4%多聚甲醛固定10 min，PBS清洗2次，1 min/次；0.5% Triton X-100/PBS破膜室温5 min，PBS清洗2次，1 min/次；浸入苏木精染液中，染色30 s，自来水冲洗，浸入稀盐酸酒精溶液进行分色（数秒钟），自来水冲洗，浸入淡氨水中使胞核蓝化（数秒钟），自来水浸洗，浸入伊红染液中1 min，自来水浸洗。经70%、80%、90%、95%酒精各1次进行逐级脱水，每次数秒钟，通过二甲苯透明，30 s/次。在载玻片上滴加中性树胶，将有细胞一面的盖玻片向下封固于载玻片上，于光学显微镜下观察细胞形态。
采用MTT比色法比较N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞生存力。各组细胞终止培养后弃培养液，细胞培养板中每孔加入110 μl MTT溶液，孵育4 h后每孔加入150 μl DMSO。采用酶联免疫检测仪测量波长490 nm处的吸光度［A，旧称光密度（OD）］值。每组设3个副孔，实验重复3次。
采用Hoechst 33258染色方法观察各组细胞形态。各组细胞终止培养后弃培养液，PBS漂洗3次，1 min/次；4%多聚甲醛固定10 min，PBS漂洗3次，5 min/次；用终浓度5 mg/L的Hoechst 33258荧光染料避光孵育10 min，PBS清洗3次，5 min/次。荧光显微镜下观察，拍照。
采用ELISA细胞凋亡试剂盒定量分析N+AGEs组、Vec+AGEs组及PSF+AGEs组的细胞凋亡值。实验方法依据试剂盒说明书进行。采用酶联免疫检测仪测量波长450 nm处的A值。每组设3个副孔，实验重复3次。
采用DCFH-DA法检测N+AGEs组、Vec+AGEs组及PSF+AGEs组细胞内ROS水平。各组细胞终止培养后利用PBS洗1次，并换上终浓度为25 µmol/L DCFH-DA培养箱孵育30 min后PBS洗2次。酶标仪测量分析各组细胞内ROS水平。每组设3个副孔，实验重复3次。
1.3 统计学方法
采用SPSS18.0软件进行统计学分析。采用Graphprism软件对所获得数据进行图表整理。首先对数据进行方差齐性检验，再利用Dunnett进行各实验组与对照组之间的两两比较。P＜0.05为差异有统计学意义。
2 结果
倒置相差显微镜观察发现，Müller细胞胞质丰富，胞体狭长，两端突起，呈梭形或不规则形状单层生长。GFAP免疫细胞化学荧光染色鉴定结果显示，95%以上细胞GFAP、GS染色阳性，均表现为胞浆内绿色荧光；DAPI细胞核染色显示细胞核呈圆形，染色均一（图1）。
光学显微镜观察发现，N组细胞形态饱满，胞浆染色均一，细胞核呈圆形，胞质丰富，胞体狭长，两端突起，呈梭形或不规则形状单层生长；N+AGEs组及Vec+AGEs组细胞体积缩小，胞质致密浓缩，嗜酸性染色增强；PSF+AGEs组细胞形态尚饱满，胞浆染色较均匀，偶见体积缩小（图2）。
图2
各组细胞光学显微镜像。2A~2D分别示N组、N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组。N组细胞形态饱满；N+AGEs组、Vec+AGEs组细胞形态皱缩；PSF+AGEs组细胞形态尚饱满 HE ×80
荧光显微镜观察发现，N组细胞核呈圆形，染色均一；N+AGEs、Vec+AGEs组细胞核则表现为致密浓染，皱缩变小或呈碎块状；PSF+AGEs组细胞部分细胞核呈新月状，并且细胞核碎裂减少（图3）。
图3
各组细胞荧光显微镜像。3A~3D分别示N组、N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组。N组细胞核形态完整；N+AGEs组、Vec+AGEs组细胞核固缩碎裂（白箭头）；PSF+AGEs碎裂减少（白箭头） ×80
N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞生存力分别为0.42±0.11、0.35±0.12、0.68±0.12。PSF+AGEs组细胞生存力较N+AGEs组、Vec+AGEs组明显提高，差异有统计学意义（F=20.65，P=0.000）（图4A）。
ELISA检测结果显示，N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞凋亡值分别为1.08±0.16、0.96±0.20、0.44±0.08。PSF+AGEs组细胞凋亡值较N+AGEs组、Vec+AGEs组明显降低，差异有统计学意义（F=43.43，P=0.000）（图4B）。
DCFH-DA法检测发现，N+AGEs组、Vec+AGEs组、PSF+AGEs组细胞内ROS水平分别为28 833.67±3 550.06、28 356.67±4 854.81、18 616.00±3 382.54。PSF+AGEs组细胞内ROS水平较N+AGEs组、Vec+AGEs组明显降低，差异有统计学意义（F=18.86，P=0.000）（图4C）。
图4
各组细胞生存力、凋亡率及细胞内ROS水平比较。4A示细胞生存力；4B示细胞凋亡率；4C示细胞内ROS水平。*P＜0.05
3 讨论
AGEs与血糖控制状况和病变的严重程度密切相关[8]。一系列研究结果显示，AGEs可诱导视网膜移植体的神经胶质细胞反应以及神经元细胞变性[11]。AGEs受体参与调控高糖诱导的Müller细胞炎症反应，AGEs刺激Müller细胞VEGF及碱性成纤维细胞因子的表达，且大鼠DR模型中AGEs的堆积可以导致Müller细胞功能障碍[12-14]。这提示AGEs在DR发生发展的过程中发挥重要作用。PSF是一种多功能蛋白，可抑制成年斑马鱼视神经的再生[1-3]。此外，PSF还通过调节细胞因子信号抑制物3的表达间接参与视神经再生的调控，这一发现对视神经损伤性疾病有重要的学术意义和潜在的应用价值[5-7]。本课题组的研究工作一直围绕PSF对于眼科疾病的调控作用展开[15-17]，本研究将PSF引入人视网膜Müller细胞模型中，并利用AGEs作为诱导剂刺激Müller细胞，探讨PSF高表达对AGEs作用下Müller细胞的影响。
本研究结果显示，正常培养的Müller细胞形态饱满，胞浆染色均一，细胞核呈圆形；经AGEs刺激后细胞出现体积变小，细胞质浓缩，染色质高度凝聚、边缘化等相关表现。同时我们应用MTT法发现，AGEs刺激可显著下调Müller细胞的生存力。这些现象均提示AGEs刺激导致Müller细胞受损。
我们进一步通过Hoechst 33258染色示踪细胞核的改变，结果显示经AGEs刺激后细胞核皱缩变小，皱缩甚至碎裂。这些现象表征细胞凋亡程序的启动。这提示PSF高表达可有效改善Müller细胞的形态学改变，显著上调Müller细胞生存力，缓解AGEs诱导的Müller细胞的损伤，下调Müller细胞凋亡率。为明确AGEs是否可以诱导Müller细胞凋亡，我们进一步利用凋亡检测试剂盒对各组Müller细胞进行定量分析。结果显示，AGEs诱导可以导致Müller细胞凋亡，而PSF高表达可以抑制Müller细胞的凋亡。这提示PSF是Müller细胞凋亡的潜在保护因子。
氧化应激是指体内ROS的产生和抗氧化防御体系之间失衡，导致ROS聚集对组织造成损伤的病理状态[18]。诱导ROS产生是AGEs导致组织损伤的一条重要途径。有研究表明，ROS导致的氧化应激是细胞凋亡的一个重要触发因素[19-23]。为初步了解PSF蛋白抑制AGEs诱导的Müller细胞凋亡的途径，我们检测PSF高表达对于AGEs诱导的Müller细胞ROS表达情况的影响。结果显示，PSF高表达可以显著下调AGEs诱导的Müller细胞ROS表达。综合本研究实验结果，我们推测PSF蛋白或可通过抑制AGEs诱导的氧化应激反应造成ROS堆积，从而维持Müller细胞的稳态平衡，缓解Müller细胞凋亡。这提示PSF蛋白有望成为临床中预防和治疗DR的潜在生物学靶点。但由于本研究仅在体外实验中对相关假设进行了验证，得到的只是初步结论；今后我们还将在动物实验中验证PSF蛋白保护Müller细胞免受AGEs诱导的氧化应激损害的具体机制，为PSF在临床中的应用奠定理论基础。
