深低温停循环（deep hypothermic circulatory arrest，DHCA）技术是复杂主动脉弓手术、先天性心脏畸形手术、肺动脉内膜剥脱术等操作中的基础性器官保护手段。建立 DHCA 大鼠模型有助于深入探究 DHCA 对机体的影响及其病理生理过程。但在模型建立过程中存在围实验期监测不完善、管理不精确、肝素化不规范等问题，有必要就 DHCA 大鼠模型相关文献进行综述，以期建立操作规范、标准明确、技术成熟的 DHCA 大鼠模型。
引用本文： 闫伟东, 吉冰洋. 深低温停循环大鼠模型研究进展. 中国胸心血管外科临床杂志, 2022, 29(12): 1678-1685. doi: 10.7507/1007-4848.202101078 复制
深低温停循环（deep hypothermic circulatory arrest，DHCA）技术自其应用于临床至今已近 50 年[1]，在复杂主动脉弓手术、先天性心脏畸形手术、肺动脉内膜剥脱术等操作过程中，DHCA 仍然为基础性器官保护手段。建立 DHCA 动物模型，深入探究 DHCA 对机体的影响及其病理生理过程对于优化围术期管理方案、制定脏器保护策略、提高患者术后生存质量等十分重要。
在建立 DHCA 模型的过程中，猪、羊、狗、兔等动物曾先后被选作实验对象。由于存在实验费用昂贵、仪器设备不配套、缺乏评估神经功能方法等问题[2-3]，研究者开始将目光转向啮齿类动物大鼠。在克服了上述问题的基础上，大鼠具备动物资源丰富、实验花费小、耗费人力资源少、重复性强等优点[4]。
随着 DHCA 临床经验的不断丰富，科研人员也在逐渐优化并完善大鼠 DHCA 模型。但在此过程中仍然存在围实验期监测不完善、仪器设备不匹配、麻醉及呼吸管理不精确、全身肝素化不规范、实验鼠术后长期生存率低等诸多问题，有必要就 DHCA 大鼠模型相关文献进行综述，以期建立操作规范、标准明确、技术成熟的 DHCA 大鼠模型。
1 建立深低温停循环大鼠模型的基础策略
1.1 大鼠的选择与管理
实验研究多选择成年 Sprague Dawley 大鼠作为研究对象，14～16 周龄居多；见表 1。成年大鼠各器官系统功能相对成熟，抵抗创伤的能力较强，血管条件也相对成熟，易于实验操作。体重在 200～600 g 之间，体重与血容量存在一定的相关性。预充量为 20 mL 时，体重 400～450 g 大鼠血细胞比容（hematocrit，Hct）可降至 20%。
表1
DHCA 大鼠模型的基础特征
目前实验大鼠均为雄鼠，而研究[24]表明经历创伤应激障碍后，雌、雄鼠下丘脑-垂体-肾上腺素轴的应激活动存在差异，即性别因素导致的激素水平差异可能影响相关实验结论。因此，从长远角度考虑，仍需要对比观察干预措施对雌、雄鼠的影响是否一致，以明确性别因素在此过程中的差异性。
1.2 围实验期监测
精确的体温监测是指导 DHCA 实验进程的关键，体温监测经历了从直肠温度（肛温）到颅内温度（颅温）的变化过程[5-6]。准确的颅温监测可以明确评估体温对神经系统的影响，而大鼠体型偏小，降温过程具有多样性，实验时可能出现颅温低于肛温的情况。不同研究间颅温监测方法存在差异，尚缺乏统一的颅温监测方法与标准。围实验期动脉压监测多选择 22～24G 留置针穿刺股动脉，也有少数科研人员选择腹壁动脉、颈动脉、尾动脉。血管的选择需考虑建立 DHCA 管路拟用血管及操作难易程度。鼠血容量偏小，实验过程中的采血时间点、采血量以及具体监测指标均根据各实验目的而制定。实验过程中应尽可能保证无菌操作，以减少伤口局部炎症对实验终点的影响，实验后可使用抗生素预防性抗感染治疗[7]。DHCA 结束后是否使用鱼精蛋白拮抗肝素，部分研究[6-8]明确提及术毕不进行鱼精蛋白拮抗肝素，而有研究[4]在使用鱼精蛋白拮抗肝素后并未发生相关不良反应。
1.3 麻醉及呼吸功能管理
麻醉与呼吸功能管理是建立 DHCA 大鼠模型的基础，为了减少麻醉、呼吸机对实验结果的影响，需注意选择合适的麻醉药物、恰当的气道管理方式，维持适宜的麻醉深度，降低机体应激水平，形成实验鼠肺保护理念等。在实验过程中使用吸入麻醉药物的主要优点包括：（1）给药途径为经呼吸道吸入，可避免因静脉注射导致的血液稀释、因腹腔注射导致的腹内压增高影响静脉回流等问题；（2）麻醉深度可根据挥发罐输出浓度、体动反应等粗略估计，维持一定麻醉深度相对容易且效果稳定。经静脉注射、经腹腔注射等用药方式都会因药物逐渐代谢而导致麻醉深度逐渐偏浅，控制适宜麻醉深度较困难。在模型建立的早期阶段，研究人员多采取气管切开方式置入气管导管，这虽提高了插管成功率，但随之导致的气道损伤将严重影响实验后大鼠的生存质量和生存率。推荐经口建立实验鼠人工气道，这将有助于降低术后气道感染发生率。
呼吸机基本参数应包括：呼吸频率、潮气量、吸呼比、气道压等。有关 DHCA 大鼠研究模型的文献报道很少详细报告相关参数。参考大鼠生理特征，呼吸频率多设置为 60～70 次/min，潮气量 8～10 mL/kg；见表 1。为避免多次测血气分析导致的血液丢失，推荐有条件的实验室通过监测呼气末二氧化碳水平调节呼吸机相关参数。大部分研究在体外循环开始转流期间降低呼吸频率[9]，在 DHCA 期间停呼吸[7]。为避免 DHCA 期间大鼠发生肺不张，可尝试在 DHCA 期间将呼吸模式调整为持续正压通气（压力 5 cm H2O，1 cm H2O=0.098 kPa）[8]。实验期间不建议维持纯氧通气。持续吸入高浓度氧气会导致高氧血症，若再加之气道长时间处于高压状态，则很容易导致氧中毒。吸入氧气浓度为 45%～60% 可保证小鼠围实验期的氧供。降低吸入氧气浓度的原则是：在保证通气量、机体氧供的前提下，个体化降低氧气浓度。在此过程中应注意避免动脉血二氧化碳分压持续下降导致的呼吸性碱中毒[4]。
2 深低温停循环大鼠模型设备及管理策略
DHCA 大鼠模型的建立过程经历了由“开放式”（模仿开胸过程进行腔静脉、主动脉插管）到“闭式”（经外周动静脉置管）的过程，促进上述转变的原因是开胸操作创伤过大、操作难度大、失血量过多、体外循环停机困难等。目前大部分 DHCA 模型均能采用闭式、小容量、无血预充方案。
大多数研究选择于尾动脉进行动脉置管，于颈静脉进行静脉置管，于股动脉监测血压。动静脉置管操作前需适当加深麻醉深度。进行动静脉置管之前需要进行全身肝素化，在大鼠模型的发展历程中，肝素剂量呈现逐渐减少趋势，即从 1 000 IU/kg 逐渐降至 150 IU/kg，但报道转机前激活全血凝固时间（activated coagulation time，ACT）标准的研究很少；见表 2。
表2
DHCA 大鼠模型的外科插管、转机等参数
目前多数课题组仍在使用自行研制的静脉引流管。由于静脉管壁相对较薄，在穿刺过程中为避免刺穿静脉，可尝试先置入导丝，在导丝的引导下置入静脉引流管[5]。体外循环建立初始阶段常出现平均动脉压下降现象（约下降 20 mm Hg，1 mm Hg=0.133 kPa），届时可考虑使用肾上腺素维持平均动脉压 40～50 mm Hg[2, 9]。体外循环流量可参考大鼠心输出量。一般情况下，成年大鼠的心输出量约为 50 mL/min[25]。在维持平均动脉压≥50 mm Hg 的前提下，大部分研究在体外循环过程采用全流量，即 160～180 mL/（kg·min）；见表 2。Waterbury 等[2]报道了将流量维持在 100～120 mL/（kg·min）以保证大鼠正常心输出量的 70%。
2.1 深低温停循环设备
早期建立 DHCA 大鼠模型过程中使用的设备多数是将临床设备进行简易改装，存在管路容积与大鼠血容量不匹配、血液与管路的接触面积与大鼠体表面积不匹配等问题[10]。完善的 DHCA 设备应满足：静脉回流顺畅、回流室及膜肺体积小、回路血液流速和负压监测准确、无溶血现象、回路与血液接触面积匹配、预充液配方适宜等特点。
科研人员均就地取材选择注射器作为回流室的替代品，利用重力作用促进血液回流，且高度差波动在 20～50 cm 不等，这又间接增加整个管路的长度、体积，进而增加血液与体外管路的接触面积[5]。Waterbury 等[2]报告了应用真空调节器持续保持−30 mm H2O（1 mm H2O=9.8×10−3 kPa）促进静脉引流的方式以避免产生高度差，此方法值得借鉴，但这对静脉引流管在血管中的位置要求较高，引流管贴壁会影响正常回流。目前 DHCA 大鼠模型运行情况的模式图见图 1。滚压泵具有体积小、血流可精确调节的优点，虽能够提供持续的血流模拟临床情况，但会增加溶血并发症的发生率[4]。安置变温器过程中需注意血流方向与水流方向，变温器降温速度取决于变温水箱，小动物实验用水箱存在的不足是降温过程缓慢。临床上常用的变温水箱可解决这一问题，但因其尺寸规格偏大而占据更多实验用空间，在设备布局过程中，需考虑此情况。建立 DHCA 大鼠模型最困难之处在于缩小氧合器体积[2]，力求在保证气体交换的前提下，体积越小越好。小动物氧合器存在的缺点是排气过程繁琐、持续时间长。在装机准备过程中，需反复轻敲氧合器排空气。用于连接上述设备的管路多为硅胶制品，具备质地柔软、无毒、耐高热和低温的特点。预充液总量呈逐渐减少趋势，从 45 mL 到<10 mL，这能够避免因过度血液稀释带来的组织缺氧、输血等。鼠的血容量约 64.5～70.0 mL/kg，12 mL 预充液相当于体重为 350～450 g 大鼠全血容量的 50%[11, 25]，大鼠血红蛋白浓度可由建模前的 17 g/dL下降至建模后的 11 g/dL[11]；见表3。
图1
深低温停循环大鼠模型模式图
2.2 深低温停循环管理策略
DHCA 的降温目标是 18℃，也有研究采取 16℃、20℃ 等作为降温终点；见表 2。降温的方法多数采用降低室温、变温器以及将大鼠置于冰水中等方式。整个降温过程多数持续在 30～40 min。降温时，DHCA 流量可酌情从初始速度减半，维持生命体征平稳[5]，直至达到目标温度且心脏停跳而停止转流。有研究报道当大鼠体温降至 18℃ 时，可能出现心脏不停跳的现象。遇此情况，可尝试通过全血引空[7]、继续降温[2]、给予适当药物（艾司洛尔、氯化钾）[26]等方式强迫心脏停跳，以创建 DHCA 模型。
探究适宜的 DHCA 持续时间是本领域研究热点之一，DHCA 持续时间越长，乳酸水平越高[8]。45 min 是目前比较公认的大鼠可耐受 DHCA 时间。有必要探究 DHCA 持续时间长短与神经元永久性损伤、神经元电活动、神经认知功能、术后生存率等结局指标的相关性，找出最适宜的停循环时间以期为临床提供参考。
复温目标为 34℃，复温过程持续 40～60 min。在此过程中最值得注意的是加温设备的温度与大鼠体温的温度差，避免温差过大（>10℃）。大鼠在经历长时间的 DHCA 后，复温状态宜慢不宜快，有研究[16]采用 2℃/10 min 的策略。复温阶段转机流量可考虑以逐渐递增的方式缓慢恢复至初始流量，当泵的转速过高而导致回流室血液被吸空、管路出现干瘪现象时，可尝试通过降低转速、静脉输注羟乙基淀粉的方式调节[5]；当核心温度>30℃、流量>150 mL/（kg·min）时，若血压仍偏低，可予以泵注血管活性药物[12]。复温结束后，一般情况下会继续体外循环转机至大鼠体温恢复正常，再考虑移除 DHCA 设备，待其自主呼吸恢复后拔除气管导管、停止麻醉，富氧环境生存 12～24 h[6-7, 27]。拔除气管导管过程中需要注意气道水肿问题，可酌情考虑应用激素；为了满足 Hct>30%，可将回路内的剩余血液经离心后回输至大鼠体内[8]；也可以考虑使用速尿剂，促进晶体液排出。
3 深低温停循环大鼠模型研究现状
利用 DHCA 大鼠模型，本领域基础研究方向经历了从探讨 DHCA 对机体的影响、明确 DHCA相关脏器损伤到探究 DHCA 期间重要脏器保护手段的转变。这包括对 DHCA 相关神经系统损伤的机制探讨，如探究 DHCA 时海马环状 RNA 的表达情况，以分析环状 RNA 与 DHCA 脑损伤之间的相关性[28]。同时，还包括不同干预措施对 DHCA 后重要脏器功能的影响，如外源性药物雷公藤甲素（Triptolide）[29]、白黎芦醇（Resveratrol）[30]对神经系统炎症/神经损伤的缓解作用，脂联素受体激动剂（AdipoRon）[31]对 DHCA 引起的全身炎症反应及心肌功能损伤的影响；内源性物质 miR-214[32]、长链非编码 RNA GAS5[12]参与神经保护/损伤的过程及其产生的影响，冷诱导 RNA 结合蛋白（cold-inducible RNA-binding protein）在减轻神经系统炎症和维持肠道功能稳定方面的作用[33-34]，脱氧核糖核酸酶Ⅰ对血管内皮损伤和全身炎症反应的影响[35]等。研究者也尝试探究低温诱导的特殊性蛋白对神经系统的保护作用[36]。
综上所述，DHCA 大鼠模型的操作技术相对成熟，但存在诸多细节有待改进，在这个过程中需要科研人员、实验技术人员、设备生产公司共同参与，以建立一个能够模仿临床实际操作过程、围实验期生命体征监测准确且控制合理、实验设备与大鼠解剖结构匹配、术后能够长期存活的 DHCA 大鼠模型。利用此模型，可继续深入研究围 DHCA 期重要脏器损伤机制，探索新型药物干预措施以提高机体对 DHCA 的耐受性，探讨 DHCA 对术后远期神经系统功能的影响等。
利益冲突：无。
作者贡献：闫伟东检索文献，撰写文章；吉冰洋设计论文主题，并指导论文结构布局及修改文章。
表3
DHCA 大鼠模型所用设备物品的相关特征
深低温停循环（deep hypothermic circulatory arrest，DHCA）技术自其应用于临床至今已近 50 年[1]，在复杂主动脉弓手术、先天性心脏畸形手术、肺动脉内膜剥脱术等操作过程中，DHCA 仍然为基础性器官保护手段。建立 DHCA 动物模型，深入探究 DHCA 对机体的影响及其病理生理过程对于优化围术期管理方案、制定脏器保护策略、提高患者术后生存质量等十分重要。
在建立 DHCA 模型的过程中，猪、羊、狗、兔等动物曾先后被选作实验对象。由于存在实验费用昂贵、仪器设备不配套、缺乏评估神经功能方法等问题[2-3]，研究者开始将目光转向啮齿类动物大鼠。在克服了上述问题的基础上，大鼠具备动物资源丰富、实验花费小、耗费人力资源少、重复性强等优点[4]。
随着 DHCA 临床经验的不断丰富，科研人员也在逐渐优化并完善大鼠 DHCA 模型。但在此过程中仍然存在围实验期监测不完善、仪器设备不匹配、麻醉及呼吸管理不精确、全身肝素化不规范、实验鼠术后长期生存率低等诸多问题，有必要就 DHCA 大鼠模型相关文献进行综述，以期建立操作规范、标准明确、技术成熟的 DHCA 大鼠模型。
1 建立深低温停循环大鼠模型的基础策略
1.1 大鼠的选择与管理
实验研究多选择成年 Sprague Dawley 大鼠作为研究对象，14～16 周龄居多；见表 1。成年大鼠各器官系统功能相对成熟，抵抗创伤的能力较强，血管条件也相对成熟，易于实验操作。体重在 200～600 g 之间，体重与血容量存在一定的相关性。预充量为 20 mL 时，体重 400～450 g 大鼠血细胞比容（hematocrit，Hct）可降至 20%。
表1
DHCA 大鼠模型的基础特征
目前实验大鼠均为雄鼠，而研究[24]表明经历创伤应激障碍后，雌、雄鼠下丘脑-垂体-肾上腺素轴的应激活动存在差异，即性别因素导致的激素水平差异可能影响相关实验结论。因此，从长远角度考虑，仍需要对比观察干预措施对雌、雄鼠的影响是否一致，以明确性别因素在此过程中的差异性。
1.2 围实验期监测
精确的体温监测是指导 DHCA 实验进程的关键，体温监测经历了从直肠温度（肛温）到颅内温度（颅温）的变化过程[5-6]。准确的颅温监测可以明确评估体温对神经系统的影响，而大鼠体型偏小，降温过程具有多样性，实验时可能出现颅温低于肛温的情况。不同研究间颅温监测方法存在差异，尚缺乏统一的颅温监测方法与标准。围实验期动脉压监测多选择 22～24G 留置针穿刺股动脉，也有少数科研人员选择腹壁动脉、颈动脉、尾动脉。血管的选择需考虑建立 DHCA 管路拟用血管及操作难易程度。鼠血容量偏小，实验过程中的采血时间点、采血量以及具体监测指标均根据各实验目的而制定。实验过程中应尽可能保证无菌操作，以减少伤口局部炎症对实验终点的影响，实验后可使用抗生素预防性抗感染治疗[7]。DHCA 结束后是否使用鱼精蛋白拮抗肝素，部分研究[6-8]明确提及术毕不进行鱼精蛋白拮抗肝素，而有研究[4]在使用鱼精蛋白拮抗肝素后并未发生相关不良反应。
1.3 麻醉及呼吸功能管理
麻醉与呼吸功能管理是建立 DHCA 大鼠模型的基础，为了减少麻醉、呼吸机对实验结果的影响，需注意选择合适的麻醉药物、恰当的气道管理方式，维持适宜的麻醉深度，降低机体应激水平，形成实验鼠肺保护理念等。在实验过程中使用吸入麻醉药物的主要优点包括：（1）给药途径为经呼吸道吸入，可避免因静脉注射导致的血液稀释、因腹腔注射导致的腹内压增高影响静脉回流等问题；（2）麻醉深度可根据挥发罐输出浓度、体动反应等粗略估计，维持一定麻醉深度相对容易且效果稳定。经静脉注射、经腹腔注射等用药方式都会因药物逐渐代谢而导致麻醉深度逐渐偏浅，控制适宜麻醉深度较困难。在模型建立的早期阶段，研究人员多采取气管切开方式置入气管导管，这虽提高了插管成功率，但随之导致的气道损伤将严重影响实验后大鼠的生存质量和生存率。推荐经口建立实验鼠人工气道，这将有助于降低术后气道感染发生率。
呼吸机基本参数应包括：呼吸频率、潮气量、吸呼比、气道压等。有关 DHCA 大鼠研究模型的文献报道很少详细报告相关参数。参考大鼠生理特征，呼吸频率多设置为 60～70 次/min，潮气量 8～10 mL/kg；见表 1。为避免多次测血气分析导致的血液丢失，推荐有条件的实验室通过监测呼气末二氧化碳水平调节呼吸机相关参数。大部分研究在体外循环开始转流期间降低呼吸频率[9]，在 DHCA 期间停呼吸[7]。为避免 DHCA 期间大鼠发生肺不张，可尝试在 DHCA 期间将呼吸模式调整为持续正压通气（压力 5 cm H2O，1 cm H2O=0.098 kPa）[8]。实验期间不建议维持纯氧通气。持续吸入高浓度氧气会导致高氧血症，若再加之气道长时间处于高压状态，则很容易导致氧中毒。吸入氧气浓度为 45%～60% 可保证小鼠围实验期的氧供。降低吸入氧气浓度的原则是：在保证通气量、机体氧供的前提下，个体化降低氧气浓度。在此过程中应注意避免动脉血二氧化碳分压持续下降导致的呼吸性碱中毒[4]。
2 深低温停循环大鼠模型设备及管理策略
DHCA 大鼠模型的建立过程经历了由“开放式”（模仿开胸过程进行腔静脉、主动脉插管）到“闭式”（经外周动静脉置管）的过程，促进上述转变的原因是开胸操作创伤过大、操作难度大、失血量过多、体外循环停机困难等。目前大部分 DHCA 模型均能采用闭式、小容量、无血预充方案。
大多数研究选择于尾动脉进行动脉置管，于颈静脉进行静脉置管，于股动脉监测血压。动静脉置管操作前需适当加深麻醉深度。进行动静脉置管之前需要进行全身肝素化，在大鼠模型的发展历程中，肝素剂量呈现逐渐减少趋势，即从 1 000 IU/kg 逐渐降至 150 IU/kg，但报道转机前激活全血凝固时间（activated coagulation time，ACT）标准的研究很少；见表 2。
表2
DHCA 大鼠模型的外科插管、转机等参数
目前多数课题组仍在使用自行研制的静脉引流管。由于静脉管壁相对较薄，在穿刺过程中为避免刺穿静脉，可尝试先置入导丝，在导丝的引导下置入静脉引流管[5]。体外循环建立初始阶段常出现平均动脉压下降现象（约下降 20 mm Hg，1 mm Hg=0.133 kPa），届时可考虑使用肾上腺素维持平均动脉压 40～50 mm Hg[2, 9]。体外循环流量可参考大鼠心输出量。一般情况下，成年大鼠的心输出量约为 50 mL/min[25]。在维持平均动脉压≥50 mm Hg 的前提下，大部分研究在体外循环过程采用全流量，即 160～180 mL/（kg·min）；见表 2。Waterbury 等[2]报道了将流量维持在 100～120 mL/（kg·min）以保证大鼠正常心输出量的 70%。
2.1 深低温停循环设备
早期建立 DHCA 大鼠模型过程中使用的设备多数是将临床设备进行简易改装，存在管路容积与大鼠血容量不匹配、血液与管路的接触面积与大鼠体表面积不匹配等问题[10]。完善的 DHCA 设备应满足：静脉回流顺畅、回流室及膜肺体积小、回路血液流速和负压监测准确、无溶血现象、回路与血液接触面积匹配、预充液配方适宜等特点。
科研人员均就地取材选择注射器作为回流室的替代品，利用重力作用促进血液回流，且高度差波动在 20～50 cm 不等，这又间接增加整个管路的长度、体积，进而增加血液与体外管路的接触面积[5]。Waterbury 等[2]报告了应用真空调节器持续保持−30 mm H2O（1 mm H2O=9.8×10−3 kPa）促进静脉引流的方式以避免产生高度差，此方法值得借鉴，但这对静脉引流管在血管中的位置要求较高，引流管贴壁会影响正常回流。目前 DHCA 大鼠模型运行情况的模式图见图 1。滚压泵具有体积小、血流可精确调节的优点，虽能够提供持续的血流模拟临床情况，但会增加溶血并发症的发生率[4]。安置变温器过程中需注意血流方向与水流方向，变温器降温速度取决于变温水箱，小动物实验用水箱存在的不足是降温过程缓慢。临床上常用的变温水箱可解决这一问题，但因其尺寸规格偏大而占据更多实验用空间，在设备布局过程中，需考虑此情况。建立 DHCA 大鼠模型最困难之处在于缩小氧合器体积[2]，力求在保证气体交换的前提下，体积越小越好。小动物氧合器存在的缺点是排气过程繁琐、持续时间长。在装机准备过程中，需反复轻敲氧合器排空气。用于连接上述设备的管路多为硅胶制品，具备质地柔软、无毒、耐高热和低温的特点。预充液总量呈逐渐减少趋势，从 45 mL 到<10 mL，这能够避免因过度血液稀释带来的组织缺氧、输血等。鼠的血容量约 64.5～70.0 mL/kg，12 mL 预充液相当于体重为 350～450 g 大鼠全血容量的 50%[11, 25]，大鼠血红蛋白浓度可由建模前的 17 g/dL下降至建模后的 11 g/dL[11]；见表3。
图1
深低温停循环大鼠模型模式图
2.2 深低温停循环管理策略
DHCA 的降温目标是 18℃，也有研究采取 16℃、20℃ 等作为降温终点；见表 2。降温的方法多数采用降低室温、变温器以及将大鼠置于冰水中等方式。整个降温过程多数持续在 30～40 min。降温时，DHCA 流量可酌情从初始速度减半，维持生命体征平稳[5]，直至达到目标温度且心脏停跳而停止转流。有研究报道当大鼠体温降至 18℃ 时，可能出现心脏不停跳的现象。遇此情况，可尝试通过全血引空[7]、继续降温[2]、给予适当药物（艾司洛尔、氯化钾）[26]等方式强迫心脏停跳，以创建 DHCA 模型。
探究适宜的 DHCA 持续时间是本领域研究热点之一，DHCA 持续时间越长，乳酸水平越高[8]。45 min 是目前比较公认的大鼠可耐受 DHCA 时间。有必要探究 DHCA 持续时间长短与神经元永久性损伤、神经元电活动、神经认知功能、术后生存率等结局指标的相关性，找出最适宜的停循环时间以期为临床提供参考。
复温目标为 34℃，复温过程持续 40～60 min。在此过程中最值得注意的是加温设备的温度与大鼠体温的温度差，避免温差过大（>10℃）。大鼠在经历长时间的 DHCA 后，复温状态宜慢不宜快，有研究[16]采用 2℃/10 min 的策略。复温阶段转机流量可考虑以逐渐递增的方式缓慢恢复至初始流量，当泵的转速过高而导致回流室血液被吸空、管路出现干瘪现象时，可尝试通过降低转速、静脉输注羟乙基淀粉的方式调节[5]；当核心温度>30℃、流量>150 mL/（kg·min）时，若血压仍偏低，可予以泵注血管活性药物[12]。复温结束后，一般情况下会继续体外循环转机至大鼠体温恢复正常，再考虑移除 DHCA 设备，待其自主呼吸恢复后拔除气管导管、停止麻醉，富氧环境生存 12～24 h[6-7, 27]。拔除气管导管过程中需要注意气道水肿问题，可酌情考虑应用激素；为了满足 Hct>30%，可将回路内的剩余血液经离心后回输至大鼠体内[8]；也可以考虑使用速尿剂，促进晶体液排出。
3 深低温停循环大鼠模型研究现状
利用 DHCA 大鼠模型，本领域基础研究方向经历了从探讨 DHCA 对机体的影响、明确 DHCA相关脏器损伤到探究 DHCA 期间重要脏器保护手段的转变。这包括对 DHCA 相关神经系统损伤的机制探讨，如探究 DHCA 时海马环状 RNA 的表达情况，以分析环状 RNA 与 DHCA 脑损伤之间的相关性[28]。同时，还包括不同干预措施对 DHCA 后重要脏器功能的影响，如外源性药物雷公藤甲素（Triptolide）[29]、白黎芦醇（Resveratrol）[30]对神经系统炎症/神经损伤的缓解作用，脂联素受体激动剂（AdipoRon）[31]对 DHCA 引起的全身炎症反应及心肌功能损伤的影响；内源性物质 miR-214[32]、长链非编码 RNA GAS5[12]参与神经保护/损伤的过程及其产生的影响，冷诱导 RNA 结合蛋白（cold-inducible RNA-binding protein）在减轻神经系统炎症和维持肠道功能稳定方面的作用[33-34]，脱氧核糖核酸酶Ⅰ对血管内皮损伤和全身炎症反应的影响[35]等。研究者也尝试探究低温诱导的特殊性蛋白对神经系统的保护作用[36]。
综上所述，DHCA 大鼠模型的操作技术相对成熟，但存在诸多细节有待改进，在这个过程中需要科研人员、实验技术人员、设备生产公司共同参与，以建立一个能够模仿临床实际操作过程、围实验期生命体征监测准确且控制合理、实验设备与大鼠解剖结构匹配、术后能够长期存活的 DHCA 大鼠模型。利用此模型，可继续深入研究围 DHCA 期重要脏器损伤机制，探索新型药物干预措施以提高机体对 DHCA 的耐受性，探讨 DHCA 对术后远期神经系统功能的影响等。
利益冲突：无。
作者贡献：闫伟东检索文献，撰写文章；吉冰洋设计论文主题，并指导论文结构布局及修改文章。
表3
DHCA 大鼠模型所用设备物品的相关特征
