引用本文： 吴恺明, 何裕隆, 柳发铿, 陈剑辉. 线粒体转录因子A在结肠癌中的表达和对增殖调控的研究. 中国普外基础与临床杂志, 2015, 22(5): 576-580. doi: 10.7507/1007-9424.20150152 复制
在全球范围内，2012年结直肠癌病例新发1 361 000例，死亡694 000例；中国新发253 000例，死亡139 000例，发病率和死亡率在肿瘤疾病中均位居前列[1-2]。进展期结肠癌的治疗原则是以手术为主的综合治疗，但综合治疗的有效率仍有待提高，肿瘤细胞的发生和生长调控机制仍未阐明。结肠癌的发生、发展受多基因多信号通道调控，改变通道中的信号可以促进肿瘤细胞的生长或诱发肿瘤细胞凋亡[3-6]。线粒体转录因子A（mitochondrial transcription factor A，TFAM，也称为mtTFA）属于典型的高迁移率族-box蛋白家族，从线粒体基因组的D-loop区结合激活转录。TFAM是编码RNA，由核基因编码，然后被转入线粒体内发挥调节作用[7-9]。TFAM在子宫内膜癌[10]、宫颈癌[11]、乳腺癌[12]和胰腺癌[13]中高表达并与肿瘤的增殖相关，在胰腺癌中是预后不良指标[13]。TFAM下游的环氧化酶（COX）2蛋白高表达与癌细胞增殖呈正相关[14-17]。TFAM线粒体控制着肿瘤细胞的发生和发展。本研究拟探讨TFAM在结肠癌组织和细胞中的表达及其对结肠癌细胞增殖的影响。
1 资料与方法
1.1 结肠癌组织和结肠癌细胞
1.1.1 结肠癌组织
收集中山大学附属第一医院2013年3月至2013年4月期间手术切除的30例结肠癌患者的手术标本。30例患者中男18例，女12例；平均年龄59岁。肿瘤位于乙状结肠15例，降结肠7例，升结肠8例。根据NCCN 2014年第3版指南的TNM分期，Ⅲ期28例（93.3%），Ⅱ期2例（6.7%）。30例结肠癌患者的癌组织均经病理学检查确诊为原发性结肠腺癌，接受结肠癌根治术+淋巴结廓清术，术后至少活检12枚淋巴结，病理资料及随访记录完整。排除有其他原发肿瘤病史、有远处转移（如腹膜、肝、脑等）、接受新辅助放化疗或进行其他针对肿瘤的特殊治疗及患者住院期间死亡患者。在结肠癌手术标本离体20 min内，在距结肠癌灶边缘10 cm的正常结肠处取直径约5 mm的结肠黏膜作为正常结肠组织取材，在结肠癌灶质硬、隆起样改变处取直径约5 mm的组织块作为结肠癌组织取材。标本分两管冻存于液氮，一管用于进行蛋白提取，一管用于进行RNA提取。
1.1.2 结肠癌细胞
人正常结肠细胞购于ATCC细胞库，结肠癌细胞SW480、HT-29和HCT116购于中国科学院细胞库。
1.2 方法
1.2.1 real-time PCR法检测结肠癌组织和癌旁正常结肠组织中TFAM mRNA表达
设计PCR引物，TFAM上游引物为5'-ATGGCGTTTCTCCGAAGC-AT-3'，下游引物为5'-TCCGCCCTATAAGCATCTTGA-3'。按照Invitrogen公司的Trizol操作说明书进行总RNA抽提，根据Promega公司的M-MLV操作说明书进行RNA逆转录获得cDNA，利用SYBR GreenⅠ试剂盒（Tiangen公司）进行实时荧光定量PCR检测，每个样品均行3个平行试验。利用荧光定量PCR曲线给出的Ct值，分别计算出TFAM和β-actin的平均Ct值，利用公式△Ct=Ct TFAM-Ctβ-actin计算出△Ct，最后根据公式“表达量的比值=2-△△Ct”得到TFAM和β-actin表达水平的比值。
1.2.2 real-time PCR法检测TFAM mRNA在不同结肠癌细胞中的表达
按照Invitrogen公司的Trizol操作说明书进行总RNA抽提，根据Promega公司的M-MLV操作说明书进行RNA逆转录获得cDNA，利用SYBR GreenⅠ试剂盒（Tiangen公司）进行实时荧光定量PCR检测，每个样品均行3个平行试验。利用荧光定量PCR曲线给出的Ct值，分别计算出TFAM和β-actin的平均Ct值，利用公式△Ct=CtTFAM-Ctβ-actin计算出△Ct，最后根据公式“表达量的比值=2-△△Ct”得到TFAM和β-actin表达水平的比值。
1.2.3 Western blot法检测TFAM蛋白在不同结肠癌细胞中的表达
将处于对数生长期的人正常结肠上皮细胞和SW480、HCT116、HT-29细胞消化后吹打成均匀单细胞悬液，分别接种至6孔培养板。培养24 h后，去除培养基，加入细胞裂解液，刮取细胞蛋白，4℃超声5 s，4℃12 000 r/min（r=7.2 cm）离心10 min。留取上清蛋白液，BCA方法测定蛋白浓度，配平容积后进行SDS-PAGE蛋白电泳，并转至PVDF膜。一抗4℃孵育过夜，二抗室温下孵育1 h，化学发光法胶片曝光。TFAM一抗（Boster）和β-actin一抗（Boster）的浓度均为1∶500，羊抗兔二抗（Invitrogen）的浓度为1∶4 000。显色曝光后予Gel pro 4.0对图像进行灰度分析。
1.2.4 质粒转染上调TFAM的表达
将处于对数生长期的SW480细胞消化、吹打成单细胞悬液后，按每孔1×104/孔接种在96孔板上。按照Invitrogen Lipo2000说明书的操作步骤转染细胞。将20μL Lipo2000与2 mL Opti-MEM混匀后静置10 min；将TFAM表达载体pcDNA3.1-TFAM与2 mL Opti-MEM混匀后，将上述两种混合物混匀并静置20 min；细胞去除上清，加入100μL转染液，孵育6 h后更换为普通培养基，得到pcDNA3.1-TFAM-SW480细胞（转染组）。无义对照组采用pcDNA3.1空载体进行转染，得到pcDNA3.1-SW480细胞。
1.2.5 MTT实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响
将按1.2.4描述方法处理后细胞分别于0、24、48、72、96和120 h每孔加入10μL MTT溶液（5 mg/mL），细胞培养箱孵育4 h。弃上清液，各孔加入100μL DMSO，摇动15 min后，读取每孔在490 nm的吸光度（A490 nm）值。每个时间点各组设置3个复孔，结果以均数±标准差表示。
1.2.6 BrdU实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响
将按1.2.4描述方法处理细胞后，按照BrdU细胞增殖检测试剂盒操作步骤，检测细胞增殖能力。加入含BrdU培养基孵育，分别于24及48 h移除培养基，固定细胞，并依次孵育BrdU一抗（鼠抗，1∶100稀释）和FITC标记的山羊抗小鼠二抗（1∶50，DAKO公司），用流式细胞仪进行检测FITC阳性率，每组实验重复3次，结果以均数±标准差表示。
1.3 统计学方法
使用SPSS 15.0软件进行统计分析。计量资料用t检验。检验水准α=0.05。
2 结果
2.1 TFAM mRNA在结肠癌组织中的表达情况
real-time PCR结果显示，TFAM mRNA在结肠癌组织中的表达较在配对的癌旁正常结肠组织中明显升高（P < 0.000 1），见图 1。
图1
TFAM mRNA在配对的结肠癌组织及癌旁正常组织中的表达情况
2.2 TFAM mRNA在不同结肠癌细胞中的表达情况
real-time PCR结果显示，与正常结肠细胞相比，TFAM mRNA在SW480、HT-29和HCT116细胞中的表达均明显升高，差异有统计学意义（分别P=0.000 8、P=0.002 3、P=0.000 6）。其中TFAM mRNA在SW480细胞中增幅更明显，见图 2。
图2
TFAM mRNA在不同细胞中的表达
2.3 TFAM蛋白在不同结肠癌细胞中的表达情况
Western blot结果显示，与正常结肠细胞相比，TFAM蛋白在SW480、HT-29和HCT116细胞中的表达均明显增强或升高，差异有统计学意义（分别P=0.000 2、P=0.003 8、P=0.001 6）。其中TFAM蛋白在SW480细胞中增幅最明显，见图 3、4。
图3
TFAM蛋白在不同结肠细胞中的定性表达结果
图4
FAM蛋白在不同结肠细胞中的半定量表达结果
2.4 MTT实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响
随着时间推移，3组细胞均增殖。在转染96 h内，3组细胞的A490 nm值比较差异无统计学意义（P > 0.05）。在转染96 h和120 h时，无义对照组和空白对照组间的A490 nm值比较差异无统计学意义（P > 0.05），但转染组的A490 nm值明显高于无义对照组（P < 0.000 1）和空白对照组（P < 0.000 1）。见图 5。
图5
MTT实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响结果。与无义对照组和空白对照组比较，* P < 0.000 1
2.5 BrdU实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响
转染后24 h时，3组间细胞增殖吸光度值比较差异无统计学意义（P > 0.05）。转染后48 h时，无义对照组和空白对照组的细胞增殖吸光度值比较差异无统计学意义（P > 0.05），转染组的细胞增殖吸光度值明显高于无义对照组（P < 0.001）和空白对照组（P < 0.001）。见图 6。
图6
BrdU实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响。与无义对照组和空白对照组比较，* P < 0.001
3 讨论
线粒体解偶联，介导细胞代谢转向为有氧糖酵解[18]。线粒体在细胞的新陈代谢中起重要作用，所以对细胞的增殖至关重要。因此，线粒体控制着肿瘤细胞的发生和发展。此外，线粒体的数量与肿瘤细胞的生存率密切相关[9]，所以线粒体是调控肿瘤细胞增殖的潜在靶细胞器。
TFAM由核基因编码，然后被转入线粒体内发挥调节作用。TFAM的基本生物学功能包括：①激活线粒体DNA的转录；②调节线粒体DNA的拷贝数；③改善线粒体功能[8, 19-20]。已有文献[16-17]报道，TFAM下游的COX2蛋白高表达可以促进结肠癌细胞的生长。所以，TFAM可能也与结肠癌细胞生长相关。
本研究选择TFAM作为线粒体靶向的调控信号后，首先证实了其mRNA在结肠癌组织中高表达，为细胞实验提供了初步依据，但组织样本中混杂因素较多，需行纯度高的细胞实验。
在细胞实验中，先普选了SW480、HT-29和HCT116三株结肠癌细胞株。SW480是从一50岁男性患者结肠腺癌中分离得到的人结肠癌细胞系，是原发性结肠癌细胞，该细胞在ras基因的第12个密码子发生突变，常用于ras基因密码子突变PCR检测的阳性对照。HT-29细胞是从一44岁女性患者分离得到的人结肠腺癌细胞，具备人结肠癌细胞的基本特性，突变未明。HCT116细胞是从成年男性患者结肠腺癌中分离得到的人结肠癌细胞系，是原发性结肠癌细胞，该细胞在ras基因的第13个密码子发生突变，也常用于ras基因密码子突变PCR检测的阳性对照。所以上述三株细胞株均可用于研究原发性结肠癌。
本研究结果显示，TFAM的mRNA和蛋白均在SW480细胞株中表达最高。所以，后续的细胞增殖调控实验仅在SW480细胞株中进行，以节约人力物力。TFAM在HT-29和HCT116细胞中高表达的结果，也可为该两株细胞的其他研究提供可用的信息。本实验结果显示，TFAM在结肠癌组织和细胞中均高表达，基于癌细胞比正常细胞高增殖的特性，TFAM可能参与了结肠癌细胞增殖的信号传递，是潜在调控mRNA。上调TFAM，预期可促进结肠癌细胞增殖。本研究在MTT实验和BrdU实验中，选择上调而非下调TFAM的表达，正是基于上调TFAM能促进SW480增殖的预期，换句话说就是如果下调TFAM，则预期SW480增殖下降，但在细胞增殖下降的结果容易受细胞培养过程中诸多技术细节的影响，容易产生偏倚。所以，本研究最终选择了上调TFAM的干预手段。结果显示，经质粒转染TFAM后，SW480的增殖上升，符合预期。
目前普遍猜想，细胞增殖的通信调控网络应该是金字塔形的，越上游调控信号的数量将越少，调控功能也越多[21-24]。如microRNA，它通过与靶mRNA的3' UTR（非翻译区）完全互补导致mRNA降解或不完全互补结合抑制mRNA翻译[25-27]，目前已有研究提出microRNA参与了结肠癌的增殖调控[28]。在本研究中不仅发现TFAM在结肠癌组织和结肠癌细胞中均高表达，还发现其促进结肠癌细胞的增殖，充分说明TFAM和结肠癌的增殖相关。在进一步的研究中或将寻找调控TFAM的microRNA。
从本研究结果初步得出，TFAM是结肠癌细胞增殖的调控信号，上调TFAM可以促进结肠癌细胞的增殖。
在全球范围内，2012年结直肠癌病例新发1 361 000例，死亡694 000例；中国新发253 000例，死亡139 000例，发病率和死亡率在肿瘤疾病中均位居前列[1-2]。进展期结肠癌的治疗原则是以手术为主的综合治疗，但综合治疗的有效率仍有待提高，肿瘤细胞的发生和生长调控机制仍未阐明。结肠癌的发生、发展受多基因多信号通道调控，改变通道中的信号可以促进肿瘤细胞的生长或诱发肿瘤细胞凋亡[3-6]。线粒体转录因子A（mitochondrial transcription factor A，TFAM，也称为mtTFA）属于典型的高迁移率族-box蛋白家族，从线粒体基因组的D-loop区结合激活转录。TFAM是编码RNA，由核基因编码，然后被转入线粒体内发挥调节作用[7-9]。TFAM在子宫内膜癌[10]、宫颈癌[11]、乳腺癌[12]和胰腺癌[13]中高表达并与肿瘤的增殖相关，在胰腺癌中是预后不良指标[13]。TFAM下游的环氧化酶（COX）2蛋白高表达与癌细胞增殖呈正相关[14-17]。TFAM线粒体控制着肿瘤细胞的发生和发展。本研究拟探讨TFAM在结肠癌组织和细胞中的表达及其对结肠癌细胞增殖的影响。
1 资料与方法
1.1 结肠癌组织和结肠癌细胞
1.1.1 结肠癌组织
收集中山大学附属第一医院2013年3月至2013年4月期间手术切除的30例结肠癌患者的手术标本。30例患者中男18例，女12例；平均年龄59岁。肿瘤位于乙状结肠15例，降结肠7例，升结肠8例。根据NCCN 2014年第3版指南的TNM分期，Ⅲ期28例（93.3%），Ⅱ期2例（6.7%）。30例结肠癌患者的癌组织均经病理学检查确诊为原发性结肠腺癌，接受结肠癌根治术+淋巴结廓清术，术后至少活检12枚淋巴结，病理资料及随访记录完整。排除有其他原发肿瘤病史、有远处转移（如腹膜、肝、脑等）、接受新辅助放化疗或进行其他针对肿瘤的特殊治疗及患者住院期间死亡患者。在结肠癌手术标本离体20 min内，在距结肠癌灶边缘10 cm的正常结肠处取直径约5 mm的结肠黏膜作为正常结肠组织取材，在结肠癌灶质硬、隆起样改变处取直径约5 mm的组织块作为结肠癌组织取材。标本分两管冻存于液氮，一管用于进行蛋白提取，一管用于进行RNA提取。
1.1.2 结肠癌细胞
人正常结肠细胞购于ATCC细胞库，结肠癌细胞SW480、HT-29和HCT116购于中国科学院细胞库。
1.2 方法
1.2.1 real-time PCR法检测结肠癌组织和癌旁正常结肠组织中TFAM mRNA表达
设计PCR引物，TFAM上游引物为5'-ATGGCGTTTCTCCGAAGC-AT-3'，下游引物为5'-TCCGCCCTATAAGCATCTTGA-3'。按照Invitrogen公司的Trizol操作说明书进行总RNA抽提，根据Promega公司的M-MLV操作说明书进行RNA逆转录获得cDNA，利用SYBR GreenⅠ试剂盒（Tiangen公司）进行实时荧光定量PCR检测，每个样品均行3个平行试验。利用荧光定量PCR曲线给出的Ct值，分别计算出TFAM和β-actin的平均Ct值，利用公式△Ct=Ct TFAM-Ctβ-actin计算出△Ct，最后根据公式“表达量的比值=2-△△Ct”得到TFAM和β-actin表达水平的比值。
1.2.2 real-time PCR法检测TFAM mRNA在不同结肠癌细胞中的表达
按照Invitrogen公司的Trizol操作说明书进行总RNA抽提，根据Promega公司的M-MLV操作说明书进行RNA逆转录获得cDNA，利用SYBR GreenⅠ试剂盒（Tiangen公司）进行实时荧光定量PCR检测，每个样品均行3个平行试验。利用荧光定量PCR曲线给出的Ct值，分别计算出TFAM和β-actin的平均Ct值，利用公式△Ct=CtTFAM-Ctβ-actin计算出△Ct，最后根据公式“表达量的比值=2-△△Ct”得到TFAM和β-actin表达水平的比值。
1.2.3 Western blot法检测TFAM蛋白在不同结肠癌细胞中的表达
将处于对数生长期的人正常结肠上皮细胞和SW480、HCT116、HT-29细胞消化后吹打成均匀单细胞悬液，分别接种至6孔培养板。培养24 h后，去除培养基，加入细胞裂解液，刮取细胞蛋白，4℃超声5 s，4℃12 000 r/min（r=7.2 cm）离心10 min。留取上清蛋白液，BCA方法测定蛋白浓度，配平容积后进行SDS-PAGE蛋白电泳，并转至PVDF膜。一抗4℃孵育过夜，二抗室温下孵育1 h，化学发光法胶片曝光。TFAM一抗（Boster）和β-actin一抗（Boster）的浓度均为1∶500，羊抗兔二抗（Invitrogen）的浓度为1∶4 000。显色曝光后予Gel pro 4.0对图像进行灰度分析。
1.2.4 质粒转染上调TFAM的表达
将处于对数生长期的SW480细胞消化、吹打成单细胞悬液后，按每孔1×104/孔接种在96孔板上。按照Invitrogen Lipo2000说明书的操作步骤转染细胞。将20μL Lipo2000与2 mL Opti-MEM混匀后静置10 min；将TFAM表达载体pcDNA3.1-TFAM与2 mL Opti-MEM混匀后，将上述两种混合物混匀并静置20 min；细胞去除上清，加入100μL转染液，孵育6 h后更换为普通培养基，得到pcDNA3.1-TFAM-SW480细胞（转染组）。无义对照组采用pcDNA3.1空载体进行转染，得到pcDNA3.1-SW480细胞。
1.2.5 MTT实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响
将按1.2.4描述方法处理后细胞分别于0、24、48、72、96和120 h每孔加入10μL MTT溶液（5 mg/mL），细胞培养箱孵育4 h。弃上清液，各孔加入100μL DMSO，摇动15 min后，读取每孔在490 nm的吸光度（A490 nm）值。每个时间点各组设置3个复孔，结果以均数±标准差表示。
1.2.6 BrdU实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响
将按1.2.4描述方法处理细胞后，按照BrdU细胞增殖检测试剂盒操作步骤，检测细胞增殖能力。加入含BrdU培养基孵育，分别于24及48 h移除培养基，固定细胞，并依次孵育BrdU一抗（鼠抗，1∶100稀释）和FITC标记的山羊抗小鼠二抗（1∶50，DAKO公司），用流式细胞仪进行检测FITC阳性率，每组实验重复3次，结果以均数±标准差表示。
1.3 统计学方法
使用SPSS 15.0软件进行统计分析。计量资料用t检验。检验水准α=0.05。
2 结果
2.1 TFAM mRNA在结肠癌组织中的表达情况
real-time PCR结果显示，TFAM mRNA在结肠癌组织中的表达较在配对的癌旁正常结肠组织中明显升高（P < 0.000 1），见图 1。
图1
TFAM mRNA在配对的结肠癌组织及癌旁正常组织中的表达情况
2.2 TFAM mRNA在不同结肠癌细胞中的表达情况
real-time PCR结果显示，与正常结肠细胞相比，TFAM mRNA在SW480、HT-29和HCT116细胞中的表达均明显升高，差异有统计学意义（分别P=0.000 8、P=0.002 3、P=0.000 6）。其中TFAM mRNA在SW480细胞中增幅更明显，见图 2。
图2
TFAM mRNA在不同细胞中的表达
2.3 TFAM蛋白在不同结肠癌细胞中的表达情况
Western blot结果显示，与正常结肠细胞相比，TFAM蛋白在SW480、HT-29和HCT116细胞中的表达均明显增强或升高，差异有统计学意义（分别P=0.000 2、P=0.003 8、P=0.001 6）。其中TFAM蛋白在SW480细胞中增幅最明显，见图 3、4。
图3
TFAM蛋白在不同结肠细胞中的定性表达结果
图4
FAM蛋白在不同结肠细胞中的半定量表达结果
2.4 MTT实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响
随着时间推移，3组细胞均增殖。在转染96 h内，3组细胞的A490 nm值比较差异无统计学意义（P > 0.05）。在转染96 h和120 h时，无义对照组和空白对照组间的A490 nm值比较差异无统计学意义（P > 0.05），但转染组的A490 nm值明显高于无义对照组（P < 0.000 1）和空白对照组（P < 0.000 1）。见图 5。
图5
MTT实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响结果。与无义对照组和空白对照组比较，* P < 0.000 1
2.5 BrdU实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响
转染后24 h时，3组间细胞增殖吸光度值比较差异无统计学意义（P > 0.05）。转染后48 h时，无义对照组和空白对照组的细胞增殖吸光度值比较差异无统计学意义（P > 0.05），转染组的细胞增殖吸光度值明显高于无义对照组（P < 0.001）和空白对照组（P < 0.001）。见图 6。
图6
BrdU实验检测上调TFAM表达对SW480细胞增殖的影响。与无义对照组和空白对照组比较，* P < 0.001
3 讨论
线粒体解偶联，介导细胞代谢转向为有氧糖酵解[18]。线粒体在细胞的新陈代谢中起重要作用，所以对细胞的增殖至关重要。因此，线粒体控制着肿瘤细胞的发生和发展。此外，线粒体的数量与肿瘤细胞的生存率密切相关[9]，所以线粒体是调控肿瘤细胞增殖的潜在靶细胞器。
TFAM由核基因编码，然后被转入线粒体内发挥调节作用。TFAM的基本生物学功能包括：①激活线粒体DNA的转录；②调节线粒体DNA的拷贝数；③改善线粒体功能[8, 19-20]。已有文献[16-17]报道，TFAM下游的COX2蛋白高表达可以促进结肠癌细胞的生长。所以，TFAM可能也与结肠癌细胞生长相关。
本研究选择TFAM作为线粒体靶向的调控信号后，首先证实了其mRNA在结肠癌组织中高表达，为细胞实验提供了初步依据，但组织样本中混杂因素较多，需行纯度高的细胞实验。
在细胞实验中，先普选了SW480、HT-29和HCT116三株结肠癌细胞株。SW480是从一50岁男性患者结肠腺癌中分离得到的人结肠癌细胞系，是原发性结肠癌细胞，该细胞在ras基因的第12个密码子发生突变，常用于ras基因密码子突变PCR检测的阳性对照。HT-29细胞是从一44岁女性患者分离得到的人结肠腺癌细胞，具备人结肠癌细胞的基本特性，突变未明。HCT116细胞是从成年男性患者结肠腺癌中分离得到的人结肠癌细胞系，是原发性结肠癌细胞，该细胞在ras基因的第13个密码子发生突变，也常用于ras基因密码子突变PCR检测的阳性对照。所以上述三株细胞株均可用于研究原发性结肠癌。
本研究结果显示，TFAM的mRNA和蛋白均在SW480细胞株中表达最高。所以，后续的细胞增殖调控实验仅在SW480细胞株中进行，以节约人力物力。TFAM在HT-29和HCT116细胞中高表达的结果，也可为该两株细胞的其他研究提供可用的信息。本实验结果显示，TFAM在结肠癌组织和细胞中均高表达，基于癌细胞比正常细胞高增殖的特性，TFAM可能参与了结肠癌细胞增殖的信号传递，是潜在调控mRNA。上调TFAM，预期可促进结肠癌细胞增殖。本研究在MTT实验和BrdU实验中，选择上调而非下调TFAM的表达，正是基于上调TFAM能促进SW480增殖的预期，换句话说就是如果下调TFAM，则预期SW480增殖下降，但在细胞增殖下降的结果容易受细胞培养过程中诸多技术细节的影响，容易产生偏倚。所以，本研究最终选择了上调TFAM的干预手段。结果显示，经质粒转染TFAM后，SW480的增殖上升，符合预期。
目前普遍猜想，细胞增殖的通信调控网络应该是金字塔形的，越上游调控信号的数量将越少，调控功能也越多[21-24]。如microRNA，它通过与靶mRNA的3' UTR（非翻译区）完全互补导致mRNA降解或不完全互补结合抑制mRNA翻译[25-27]，目前已有研究提出microRNA参与了结肠癌的增殖调控[28]。在本研究中不仅发现TFAM在结肠癌组织和结肠癌细胞中均高表达，还发现其促进结肠癌细胞的增殖，充分说明TFAM和结肠癌的增殖相关。在进一步的研究中或将寻找调控TFAM的microRNA。
从本研究结果初步得出，TFAM是结肠癌细胞增殖的调控信号，上调TFAM可以促进结肠癌细胞的增殖。
