引用本文： 袁伟锋, 李理, 徐虹, 胡玉洁, 黄文杰. 气管内滴入与腹膜腔注射脂多糖致肺组织炎症损伤的动态变化比较. 中国呼吸与危重监护杂志, 2017, 16(3): 274-279. doi: 10.7507/1671-6205.201610045 复制
急性肺损伤（ALI）是机体遭受严重感染、休克、创伤等各种因素引起的肺组织结构发生特征性病理改变而出现的临床综合征，其病因以细菌感染常见[1]。目前认为 ALI 是多器官功能不全综合征（MODS）的早期阶段，因此纠正 ALI 是防止病情进展为 MODS 与降低死亡率的重要手段。ALI 治疗的研究大多数建立在 ALI 动物模型的基础上，目前复制 ALI 小鼠模型的方法较多。与呼吸系统感染有关的常见 ALI 模型建立方法为气管内滴入脂多糖（LPS）和腹膜腔注射 LPS[2]。然而何种方法复制的 ALI 模型能更好地反映呼吸系统炎症性损伤，或能更清晰地显示 ALI 治疗有效性并无充足证据支持。本研究将分别通过气管内滴入与腹腔注射 LPS 这两种方法复制 ALI 小鼠膜型，动态观察肺损伤的生理及病理变化，分析上述两种方法在反映呼吸系统感染引起的 ALI 的特点，并以此作为研究 ALI 治疗方法时如何选择动物模型复制方法的依据。
1 材料与方法
1.1 材料
1.1.1 实验动物 8 周龄 BALB/c 小鼠共 144 只，雌雄各半，体重 18～22 g，由南方医科大学实验动物中心提供。所有动物操作和实验流程均遵守《实验动物管理条例》。
1.1.2 主要试剂与设备 LPS（E. coli O55:B5，Sigma 公司）；BCA 蛋白浓度测定试剂盒（江苏碧云天公司）；小鼠肿瘤坏死因子-α（TNF-α）ELISA 试剂盒（深圳达科为公司）；光学显微镜（奥林巴斯，BX51）；酶标仪（Biocell，2010）；紫外分光光度计（BECKMAN 公司，DU530），电子天平。
1.2 方法
1.2.1 LPS 处理 将小鼠随机平均分为气管滴入 LPS 组（IT 组）、腹腔注射 LPS 组（IP 组）与对照组。IT 组小鼠腹腔注射水合氯醛麻醉后，钝性分离气管，气管内滴入 LPS（5 mg/kg，100 μl）；IP 组小鼠腹腔注射 LPS（5 mg/kg，100 μl）。对照组小鼠麻醉后不作理。处理后小鼠自然苏醒后归笼。分别于处理后第 0、1、2、6、12、18、24、48 h 各组处死 6 只小鼠获取标本。
1.2.2 支气管肺泡灌洗液（BALF）获取 小鼠经水合氯醛麻醉后腹主动脉充分放血，剪开颈前皮肤，分离暴露气管，向心端插入套管针，4 ℃ 生理盐水灌洗 3 次，共 2 ml，计算总回收率，纳入回收率达 80% 样本，5 000 r/min 离心 10 min，留取上清液，ELISA 法检测 BALF 中 TNF-α 浓度。操作按 ELISA 试剂盒说明书进行。
1.2.3 血清 TNF-α 浓度检测 小鼠挖眼球取血，4 ℃ 下 5 000 r/min，离心 10 min，取上清液，ELISA 法检测 TNF-α、白细胞介素-6（IL-6）含量。BALF 上清同样采用 ELISA 法检测 TNF-α 浓度。操作按 ELISA 试剂盒说明书进行。
1.2.4 BALF 蛋白含量检测 BALF 离心取上清液，BCA 法检测蛋白含量。操作按 BCA 蛋白浓度测定试剂盒操作说明进行。
1.2.5 肺湿/干重比值 小鼠开胸后分离左肺，滤纸吸干肺表面液体，置电子天平称量湿重。称重后左肺于 80 ℃ 干燥 48 h 后取出，称量干重并计算湿/干重比值。
1.2.6 肺组织病理半定量评分 小鼠经腹主动脉充分放血后分离肺组织，并置 10% 中性甲醛中固定。肺组织常规脱水、石蜡包埋，切片后行 HE 染色，参照 Mikawa 等[3]的方法以 4 项指标进行肺损伤评分：（1）肺泡充血；（2）出血；（3）间隙或血管壁中性粒细胞浸润或聚集；（4）肺泡间隔增厚或透明膜形成。0 分：极轻度损伤；1 分：轻度损伤；2 分：中度损伤；3：重度损伤；4 分：严重损伤。将 4 项指标得分相加作为总分。由 3 名病理科医师分别对肺组织损伤程度进行评分，取其平均值。
1.3 统计学方法
所有数据处理通过 SPSS 11.5 统计软件完成。计量资料以均数±标准差（ ）表示。采用多样本重复测量方差分析比较各组均数差异，组间均数两两比较采用 LSD 法；同一时间点不同组间比较采用多元方差分析，组间均数两两比较采用 LSD 法。显著性水准 α 取 0.05，双侧。
2 结果
2.1 血清与 BALF 中 TNF-α 浓度
小鼠血清 TNF-α 浓度在 LPS 处理后迅速上升，在 1 h 即达最高浓度，与对照组相比明显升高 [IP 组（360.45±52.59）pg/ml 比对照组（46.91±9.22）pg/ml，P<0.000；IT 组（355.19±92.09）pg/ml 比对照组（46.91±9.22）pg/ml，P<0.000]。LPS 处理 1 h 后，IP 组与 IT 组小鼠血清 TNF-α 浓度下降。除 0 h 外，IP 组与 IT 组小鼠血清 TNF-α 显著高于对照组（P<0.024），而 IP 组与 IT 组间血清 TNF-α 浓度比较，差异无统计学意义（P=0.755）。
小鼠 BALF 中 TNF-α 浓度变化趋势与血清 TNF-α 浓度变化趋势相似，随时间增加呈先上升后下降趋势。在 0 h 外的其余时间点上，IP 组与 IT 组小鼠 TNF-α 浓度与对照组相比显著增高（P<0.045），而IP 组与 IT 组间 BALF 中 TNF-α 浓度比较，差异无统计学意义（P=0.075）。结果见图 1。
图1
血清与 BALF 中 TNF-α 浓度变化 a. 血清； b. BALF
2.2 BALF 中总蛋白水平
接受 LPS 处理后，小鼠 BALF 中蛋白含量（mg pro/ml）明显增高（IP/IT 组比对照组，P<0.001）。IP 组与 IT 组小鼠 BALF 蛋白含量在注射后 1 h 达最高值（IP 组 5.286±1.577 比对照组 0.896±0.141，P=0.004；IT 组 5.879±1.833 比对照组 0.896±0.141，P=0.001）。LPS 处理 1 h 后 BALF 蛋白含量开始下降，于 48 h 两组 BALF 蛋白含量与对照组相比无显著差异（IP 组 1.718±0.478 比对照组 0.992±0.144，P=0.485；IT 组 2.273±1.817 比对照组 0.992±0.144，P=0.197）。IP 组与 IT 组 BALF 蛋白含量变化之间无显著差异（P=0.545）。三组小鼠 BALF 蛋白含量变化见图 2。
图2
BALF 蛋白含量-时间曲线
2.3 小鼠肺湿/干重比值
小鼠在接受 LPS 处理后出现湿/干重比值显著升高（IP/IT 组比对照组，P<0.001），以 IP 组湿/干重比值增高更显著（IP 组比 IT 组，P=0.009）。IP/IT 组小鼠肺湿/干重比值在 LPS 处理后 6 h 达最高值（IP 组 5.972±0.327 比对照组 4.679±0.103，P=0.001；IT 组 5.592±0.297 比对照组 4.679±0.103，P=0.005）。6 h 后肺湿/干重比值下降，于 LPS 注射后 48 h，IP 组动物肺湿/干重比值与对照组相比无显著差异（4.735±0.094 比 4.549±0.108，P=0.094），IT 组则仍高于对照组（4.784±0.139 比 4.549±0.108，P=0.046）。三组小鼠肺湿/干重比值变化见图 3。
图3
小鼠肺湿/干重比值-时间曲线
2.4 肺组织病理改变
对照组小鼠肺泡结构清晰，肺泡壁薄，肺泡内未见水肿液。IT 组小鼠肺组织 2 h 尚可辨认出肺泡结构，但肺泡间隔增厚，炎细胞浸润；6 h 肺泡结构已破坏；24 h 无法辨认肺泡结构，肺内大量炎细胞浸润，以中性粒细胞为主，伴出血与水肿形成。IP 组肺组织损伤较 IT 组轻，各时间点均可辨认肺泡结构，但肺泡间隔增厚，中性粒细胞浸润，主要见于间隔及间隔内血管，部分肺泡腔内有少量渗出。
在给予 LPS 处理后，IP 组与 IT 组小鼠肺组织病理评分显著升高（IP/IT 组比对照组，P<0.001），以 IT 组评分升高显著（IP 组比 IT 组，P<0.001）。在除 0 h 外的其他时间点，两个 LPS 处理组小鼠肺组织病理评分显著高于对照组（IP/IT 组比对照组，P<0.006）。各时间点肺组织病理改变见图 4，病理半定量评分变化趋势见图 5。
图4
IP 组与 IT 组小鼠肺组织病理检查像（HE ×100）
图5
肺组织病理评分变化
3 讨论
ALI 是机体遭受严重感染、休克、创伤等各种因素引起的肺组织结构发生特征性病理改变而出现的临床综合征，临床上表现为肺部弥漫性渗出和难以纠正的低氧血症。其病理特点为肺泡毛细血管内皮细胞和肺泡上皮细胞损伤，肺泡-毛细血管膜通透性增加，病理生理改变主要是肺内氧分流增加和肺顺应性下降，氧合指数下降[1, 4]。当 ALI 病情进展，易发生 MODS，因此明确 ALI 的病理生理特点及炎症反应变化，有助于早期干预，减轻病情。
对 ALI 发病、致病机制的研究大多建立在动物实验的基础上，然而不同复制 ALI 小鼠模型的方法将导致不同的肺内改变，肺组织损伤及炎症过程也不尽相同[5]。国内外普遍使用的模拟感染诱发的 ALI 造模方式主要有气管内滴入 LPS[6-7]与腹膜腔内注射 LPS[8-10]。气管内滴入 LPS 与呼吸道感染细胞的过程类似，LPS 直接损伤上皮细胞引起炎症反应；腹腔注射 LPS 通过激活全身免疫系统引起炎症反应，由于肺易受炎症损伤，因此也可出现组织细胞破坏[11]。但如何选择这两种方法尚未有明确说法。为明确上述两种 ALI 模型的基本区别并探讨其适用范围，本研究分别对小鼠进行气管内滴入 LPS 与腹腔内注射 LPS 处理，并在不同时间点进行肺局部炎症程度、组织破坏水平等检测，以反映不同造模方法的 ALI 病变特点。
从气管滴入 LPS 后，小鼠肺迅速出现炎症反应相关的改变，表现为肺组织局部与全身 TNF-α 浓度增高、肺泡腔内蛋白渗出与肺水肿。渗出与炎症因子释放是炎症反应过程中的重要病理生理改变，单次从腹膜腔注射与气管内滴入 LPS 均可引起血清与 BALF 中 TNF-α 浓度、肺泡蛋白渗出等全身与肺局部炎症反应，且随时间延度呈“正常-异常-恢复至正常”的变化过程，两种模型复制方法在引起 TNF-α 释放与肺泡腔蛋白渗出程度相近。
肺水肿同样反映肺局部炎症反应的严重程度，随着时间变化出现与炎症介质、肺泡蛋白渗出类似的先升高后降低的改变。然而腹膜腔注射 LPS 引起的肺水肿程度比气管滴入 LPS 更显著。此外，小鼠在气管滴入 LPS 后，肺组织结构迅速破坏，局部肺泡结构消失，局部肺泡间隔明显增厚，间质可见出血。肺组织损伤随时间延长仅出现部分好转。腹膜腔注射 LPS 的小鼠肺组织出现与气管滴入 LPS 改变相同，但损伤程度明显轻于气管内滴入 LPS。两种 ALI 动物模型复制方式中，气管滴入 LPS 以肺组织破坏为主，血管床同时破坏，因此表现为病理损伤显著而肿水肿相对较轻；而腹膜腔注射 LPS 引起肺局部组织破坏较轻，组织细胞与血管仍保留较好的反应性，肿水肿程度则比较显著。
针对不同的实验类型与研究目的，需要根据两种肺组织损伤程度及损伤恢复特点选择 ALI 动物模型复制方法。腹腔内注射 LPS 操作简单，动物所受痛苦较轻，在探讨肺局部炎症反应变化的研究中，可以采用腹腔注射 LPS 的方法复制 ALI 过程中的炎症反应过程。气管内滴入 LPS 操作相对复杂，动物有一定的窒息死亡可能性，但其肺组织损伤明显，随时间好转的趋势不明显，在研究减轻肺组织破坏的策略时，尽可能选择气管内滴入 LPS。气管内滴入 LPS 复制 ALI 模型既有利于观察干预因素对肺组织损伤保护的作用，也能最大可能地减少时间因素对肺组织损伤病理改变的影响。
通过上述动态观察，气管内滴入 LPS 与腹膜腔注射 LPS 均可复制小鼠 ALI 模型，但二者所引起 ALI 具有不同的特征。在进行细菌感染引起 ALI 的研究时，应根据不同的研究目的选用不同的 ALI 模型复制方法。对于其他原因引起的 ALI 研究方向，也需在明确相对应的 ALI 病理、病理生理改变的基础上，合理选择模型复制方法，以获得更合理的实验结果。
急性肺损伤（ALI）是机体遭受严重感染、休克、创伤等各种因素引起的肺组织结构发生特征性病理改变而出现的临床综合征，其病因以细菌感染常见[1]。目前认为 ALI 是多器官功能不全综合征（MODS）的早期阶段，因此纠正 ALI 是防止病情进展为 MODS 与降低死亡率的重要手段。ALI 治疗的研究大多数建立在 ALI 动物模型的基础上，目前复制 ALI 小鼠模型的方法较多。与呼吸系统感染有关的常见 ALI 模型建立方法为气管内滴入脂多糖（LPS）和腹膜腔注射 LPS[2]。然而何种方法复制的 ALI 模型能更好地反映呼吸系统炎症性损伤，或能更清晰地显示 ALI 治疗有效性并无充足证据支持。本研究将分别通过气管内滴入与腹腔注射 LPS 这两种方法复制 ALI 小鼠膜型，动态观察肺损伤的生理及病理变化，分析上述两种方法在反映呼吸系统感染引起的 ALI 的特点，并以此作为研究 ALI 治疗方法时如何选择动物模型复制方法的依据。
1 材料与方法
1.1 材料
1.1.1 实验动物 8 周龄 BALB/c 小鼠共 144 只，雌雄各半，体重 18～22 g，由南方医科大学实验动物中心提供。所有动物操作和实验流程均遵守《实验动物管理条例》。
1.1.2 主要试剂与设备 LPS（E. coli O55:B5，Sigma 公司）；BCA 蛋白浓度测定试剂盒（江苏碧云天公司）；小鼠肿瘤坏死因子-α（TNF-α）ELISA 试剂盒（深圳达科为公司）；光学显微镜（奥林巴斯，BX51）；酶标仪（Biocell，2010）；紫外分光光度计（BECKMAN 公司，DU530），电子天平。
1.2 方法
1.2.1 LPS 处理 将小鼠随机平均分为气管滴入 LPS 组（IT 组）、腹腔注射 LPS 组（IP 组）与对照组。IT 组小鼠腹腔注射水合氯醛麻醉后，钝性分离气管，气管内滴入 LPS（5 mg/kg，100 μl）；IP 组小鼠腹腔注射 LPS（5 mg/kg，100 μl）。对照组小鼠麻醉后不作理。处理后小鼠自然苏醒后归笼。分别于处理后第 0、1、2、6、12、18、24、48 h 各组处死 6 只小鼠获取标本。
1.2.2 支气管肺泡灌洗液（BALF）获取 小鼠经水合氯醛麻醉后腹主动脉充分放血，剪开颈前皮肤，分离暴露气管，向心端插入套管针，4 ℃ 生理盐水灌洗 3 次，共 2 ml，计算总回收率，纳入回收率达 80% 样本，5 000 r/min 离心 10 min，留取上清液，ELISA 法检测 BALF 中 TNF-α 浓度。操作按 ELISA 试剂盒说明书进行。
1.2.3 血清 TNF-α 浓度检测 小鼠挖眼球取血，4 ℃ 下 5 000 r/min，离心 10 min，取上清液，ELISA 法检测 TNF-α、白细胞介素-6（IL-6）含量。BALF 上清同样采用 ELISA 法检测 TNF-α 浓度。操作按 ELISA 试剂盒说明书进行。
1.2.4 BALF 蛋白含量检测 BALF 离心取上清液，BCA 法检测蛋白含量。操作按 BCA 蛋白浓度测定试剂盒操作说明进行。
1.2.5 肺湿/干重比值 小鼠开胸后分离左肺，滤纸吸干肺表面液体，置电子天平称量湿重。称重后左肺于 80 ℃ 干燥 48 h 后取出，称量干重并计算湿/干重比值。
1.2.6 肺组织病理半定量评分 小鼠经腹主动脉充分放血后分离肺组织，并置 10% 中性甲醛中固定。肺组织常规脱水、石蜡包埋，切片后行 HE 染色，参照 Mikawa 等[3]的方法以 4 项指标进行肺损伤评分：（1）肺泡充血；（2）出血；（3）间隙或血管壁中性粒细胞浸润或聚集；（4）肺泡间隔增厚或透明膜形成。0 分：极轻度损伤；1 分：轻度损伤；2 分：中度损伤；3：重度损伤；4 分：严重损伤。将 4 项指标得分相加作为总分。由 3 名病理科医师分别对肺组织损伤程度进行评分，取其平均值。
1.3 统计学方法
所有数据处理通过 SPSS 11.5 统计软件完成。计量资料以均数±标准差（ ）表示。采用多样本重复测量方差分析比较各组均数差异，组间均数两两比较采用 LSD 法；同一时间点不同组间比较采用多元方差分析，组间均数两两比较采用 LSD 法。显著性水准 α 取 0.05，双侧。
2 结果
2.1 血清与 BALF 中 TNF-α 浓度
小鼠血清 TNF-α 浓度在 LPS 处理后迅速上升，在 1 h 即达最高浓度，与对照组相比明显升高 [IP 组（360.45±52.59）pg/ml 比对照组（46.91±9.22）pg/ml，P<0.000；IT 组（355.19±92.09）pg/ml 比对照组（46.91±9.22）pg/ml，P<0.000]。LPS 处理 1 h 后，IP 组与 IT 组小鼠血清 TNF-α 浓度下降。除 0 h 外，IP 组与 IT 组小鼠血清 TNF-α 显著高于对照组（P<0.024），而 IP 组与 IT 组间血清 TNF-α 浓度比较，差异无统计学意义（P=0.755）。
小鼠 BALF 中 TNF-α 浓度变化趋势与血清 TNF-α 浓度变化趋势相似，随时间增加呈先上升后下降趋势。在 0 h 外的其余时间点上，IP 组与 IT 组小鼠 TNF-α 浓度与对照组相比显著增高（P<0.045），而IP 组与 IT 组间 BALF 中 TNF-α 浓度比较，差异无统计学意义（P=0.075）。结果见图 1。
图1
血清与 BALF 中 TNF-α 浓度变化 a. 血清； b. BALF
2.2 BALF 中总蛋白水平
接受 LPS 处理后，小鼠 BALF 中蛋白含量（mg pro/ml）明显增高（IP/IT 组比对照组，P<0.001）。IP 组与 IT 组小鼠 BALF 蛋白含量在注射后 1 h 达最高值（IP 组 5.286±1.577 比对照组 0.896±0.141，P=0.004；IT 组 5.879±1.833 比对照组 0.896±0.141，P=0.001）。LPS 处理 1 h 后 BALF 蛋白含量开始下降，于 48 h 两组 BALF 蛋白含量与对照组相比无显著差异（IP 组 1.718±0.478 比对照组 0.992±0.144，P=0.485；IT 组 2.273±1.817 比对照组 0.992±0.144，P=0.197）。IP 组与 IT 组 BALF 蛋白含量变化之间无显著差异（P=0.545）。三组小鼠 BALF 蛋白含量变化见图 2。
图2
BALF 蛋白含量-时间曲线
2.3 小鼠肺湿/干重比值
小鼠在接受 LPS 处理后出现湿/干重比值显著升高（IP/IT 组比对照组，P<0.001），以 IP 组湿/干重比值增高更显著（IP 组比 IT 组，P=0.009）。IP/IT 组小鼠肺湿/干重比值在 LPS 处理后 6 h 达最高值（IP 组 5.972±0.327 比对照组 4.679±0.103，P=0.001；IT 组 5.592±0.297 比对照组 4.679±0.103，P=0.005）。6 h 后肺湿/干重比值下降，于 LPS 注射后 48 h，IP 组动物肺湿/干重比值与对照组相比无显著差异（4.735±0.094 比 4.549±0.108，P=0.094），IT 组则仍高于对照组（4.784±0.139 比 4.549±0.108，P=0.046）。三组小鼠肺湿/干重比值变化见图 3。
图3
小鼠肺湿/干重比值-时间曲线
2.4 肺组织病理改变
对照组小鼠肺泡结构清晰，肺泡壁薄，肺泡内未见水肿液。IT 组小鼠肺组织 2 h 尚可辨认出肺泡结构，但肺泡间隔增厚，炎细胞浸润；6 h 肺泡结构已破坏；24 h 无法辨认肺泡结构，肺内大量炎细胞浸润，以中性粒细胞为主，伴出血与水肿形成。IP 组肺组织损伤较 IT 组轻，各时间点均可辨认肺泡结构，但肺泡间隔增厚，中性粒细胞浸润，主要见于间隔及间隔内血管，部分肺泡腔内有少量渗出。
在给予 LPS 处理后，IP 组与 IT 组小鼠肺组织病理评分显著升高（IP/IT 组比对照组，P<0.001），以 IT 组评分升高显著（IP 组比 IT 组，P<0.001）。在除 0 h 外的其他时间点，两个 LPS 处理组小鼠肺组织病理评分显著高于对照组（IP/IT 组比对照组，P<0.006）。各时间点肺组织病理改变见图 4，病理半定量评分变化趋势见图 5。
图4
IP 组与 IT 组小鼠肺组织病理检查像（HE ×100）
图5
肺组织病理评分变化
3 讨论
ALI 是机体遭受严重感染、休克、创伤等各种因素引起的肺组织结构发生特征性病理改变而出现的临床综合征，临床上表现为肺部弥漫性渗出和难以纠正的低氧血症。其病理特点为肺泡毛细血管内皮细胞和肺泡上皮细胞损伤，肺泡-毛细血管膜通透性增加，病理生理改变主要是肺内氧分流增加和肺顺应性下降，氧合指数下降[1, 4]。当 ALI 病情进展，易发生 MODS，因此明确 ALI 的病理生理特点及炎症反应变化，有助于早期干预，减轻病情。
对 ALI 发病、致病机制的研究大多建立在动物实验的基础上，然而不同复制 ALI 小鼠模型的方法将导致不同的肺内改变，肺组织损伤及炎症过程也不尽相同[5]。国内外普遍使用的模拟感染诱发的 ALI 造模方式主要有气管内滴入 LPS[6-7]与腹膜腔内注射 LPS[8-10]。气管内滴入 LPS 与呼吸道感染细胞的过程类似，LPS 直接损伤上皮细胞引起炎症反应；腹腔注射 LPS 通过激活全身免疫系统引起炎症反应，由于肺易受炎症损伤，因此也可出现组织细胞破坏[11]。但如何选择这两种方法尚未有明确说法。为明确上述两种 ALI 模型的基本区别并探讨其适用范围，本研究分别对小鼠进行气管内滴入 LPS 与腹腔内注射 LPS 处理，并在不同时间点进行肺局部炎症程度、组织破坏水平等检测，以反映不同造模方法的 ALI 病变特点。
从气管滴入 LPS 后，小鼠肺迅速出现炎症反应相关的改变，表现为肺组织局部与全身 TNF-α 浓度增高、肺泡腔内蛋白渗出与肺水肿。渗出与炎症因子释放是炎症反应过程中的重要病理生理改变，单次从腹膜腔注射与气管内滴入 LPS 均可引起血清与 BALF 中 TNF-α 浓度、肺泡蛋白渗出等全身与肺局部炎症反应，且随时间延度呈“正常-异常-恢复至正常”的变化过程，两种模型复制方法在引起 TNF-α 释放与肺泡腔蛋白渗出程度相近。
肺水肿同样反映肺局部炎症反应的严重程度，随着时间变化出现与炎症介质、肺泡蛋白渗出类似的先升高后降低的改变。然而腹膜腔注射 LPS 引起的肺水肿程度比气管滴入 LPS 更显著。此外，小鼠在气管滴入 LPS 后，肺组织结构迅速破坏，局部肺泡结构消失，局部肺泡间隔明显增厚，间质可见出血。肺组织损伤随时间延长仅出现部分好转。腹膜腔注射 LPS 的小鼠肺组织出现与气管滴入 LPS 改变相同，但损伤程度明显轻于气管内滴入 LPS。两种 ALI 动物模型复制方式中，气管滴入 LPS 以肺组织破坏为主，血管床同时破坏，因此表现为病理损伤显著而肿水肿相对较轻；而腹膜腔注射 LPS 引起肺局部组织破坏较轻，组织细胞与血管仍保留较好的反应性，肿水肿程度则比较显著。
针对不同的实验类型与研究目的，需要根据两种肺组织损伤程度及损伤恢复特点选择 ALI 动物模型复制方法。腹腔内注射 LPS 操作简单，动物所受痛苦较轻，在探讨肺局部炎症反应变化的研究中，可以采用腹腔注射 LPS 的方法复制 ALI 过程中的炎症反应过程。气管内滴入 LPS 操作相对复杂，动物有一定的窒息死亡可能性，但其肺组织损伤明显，随时间好转的趋势不明显，在研究减轻肺组织破坏的策略时，尽可能选择气管内滴入 LPS。气管内滴入 LPS 复制 ALI 模型既有利于观察干预因素对肺组织损伤保护的作用，也能最大可能地减少时间因素对肺组织损伤病理改变的影响。
通过上述动态观察，气管内滴入 LPS 与腹膜腔注射 LPS 均可复制小鼠 ALI 模型，但二者所引起 ALI 具有不同的特征。在进行细菌感染引起 ALI 的研究时，应根据不同的研究目的选用不同的 ALI 模型复制方法。对于其他原因引起的 ALI 研究方向，也需在明确相对应的 ALI 病理、病理生理改变的基础上，合理选择模型复制方法，以获得更合理的实验结果。
