引用本文： 欧刚, 李琴, 温娟, 陈斌. 不同浓度七氟烷对大鼠高氧性肺损伤的影响. 中国呼吸与危重监护杂志, 2020, 19(3): 281-286. doi: 10.7507/1671-6205.201903087 复制
急性肺损伤是临床上常见的急危重症之一，病死率高，临床上引起肺损伤的病因主要包括：机械通气、高氧、严重肺部感染、脓毒症、脂肪栓塞、输血相关性损伤、胃酸吸入、重症胰腺炎等。氧疗在临床麻醉应用广泛，对自身存在严重的肺基础疾病的患者，临床麻醉可能诱发高氧性急性肺损伤（hyperoxia-induced lung injury，HALI）[1]，对自身存在严重的肺基础疾病的患者，可影响术后康复。
七氟烷一种广泛应用于临床的吸入麻醉药，研究认为能降低组织炎症、抗氧化应激的作用[2-3]，但对 HALL 是否有保护作用尚未知。据此，本研究拟探讨七氟烷对高氧造成的肺损伤是否存在保护功能，并探讨适宜的七氟烷浓度。
1 材料与方法
1.1 实验动物、主要试剂与仪器
SPF 级健康 SD 大鼠 72 只，体重 120～150 g，购自川北医学院动物实验中心［动物生产许可证编号：SCXK（川）2018-18］。七氟烷（产品批号 19090931）；纯氧（川北医学院麻醉系）；酶联免疫吸附试验试剂盒（欣博盛，中国）；4% 多聚甲醛固定液 AR1068（博士德，中国）；10% 水合氯醛溶液 XFSJ1477（信帆生物，中国）。麻醉机 Drger Fabius ®plus（德尔格，德国）；氧浓度检测仪（CiTicel，英国）；血气分析仪 GEM premier 3000（GEM，美国）；电子天平 YB2002-E（上海力能电子，中国）；电热鼓风干燥箱 WGL-125B（天津泰斯特仪器，中国）；气相色谱仪 7890A（安捷伦科技，美国）。
1.2 方法
1.2.1 实验分组及处理
大鼠适应性喂养一周后随机分为：对照组 C 组、不同浓度七氟烷处理 S 组，S 组包含 5 个亚组。参考文献[4]的方法，C 组不作任何处理，S 组采用自制的鼠笼连接麻醉机螺纹管，向鼠笼内持续供氧，氧流量 5 L/min，用氧浓度检测仪动态监测鼠笼内及废气排出口氧气浓度，使其维持在 95% 以上，持续 48 h 后停止供氧以建立高氧性肺损伤模型。造模后 S0 组、S1 组、S1.5 组、S2.0 组、S2.5 组大鼠分别自由吸入浓度维持在 0%、1.0%、1.5%、2.0%、2.5% 的七氟烷 1 h，七氟烷浓度据气相色谱仪监测调整，C 组自由呼吸空气 1 h。
1.2.2 实验取材
腹腔注射 4 mL/kg 的 10% 水合氯醛麻醉大鼠，待大鼠睫毛反射消失后，固定大鼠于手术解剖板，分离腹主动脉，穿刺抽取动脉血，储存于 1.5 mL EP 管内放置于–80 ℃ 冰箱冻存备用，另抽取 3 mL 左右血液于肝素化容器中，用 GEM premier 3000 进行血气分析。处死大鼠后立即剪开腹部皮肤、筋膜，提起剑突，打开胸腔，迅速解剖切除双侧肺。将左侧肺置于无菌培养皿内，将右侧肺用磷酸盐缓冲液清洗表面血液后，立即置于 4% 的多聚甲醛中固定 24～48 h。整个标本操作过程迅速，预防动脉血溶血及左肺在空气中暴露时间过长，导致水分蒸发。
1.2.3 动脉血气分析
采用 GEM premier 3000 血气分析仪检测动脉血氧分压（arterial partial pressure of oxygen，PaO2）和动脉血二氧化碳分压（arterial partial pressure of carbon dioxide，PaCO2），每管血连续测 3 次。
1.2.4 炎症因子测定
从深低温冰箱取出冻存动脉血的 EP 管，室温下解冻。待解冻完全后，4 °C 2 000 r/min 高速离心 5 min，小心吸取上清液 100 μL，参照欣博盛公司试剂盒内说明书进行酶联免疫吸附试验测定肿瘤坏死因子（tumor necrosis factor，TNF）-α、白细胞介素（interleukin，IL）-8、IL-6。
1.2.5 肺组织湿/干比测定
使用电子微量天平精确称重左肺，记录为湿重（W），然后置于 80 ℃ 烤箱内烘干 24 h 后连续测量三次至重量不再变化后记录为干重（D），记录 W/D 值。通常，W/D 比值>4，提示肺组织水肿。
1.2.6 肺组织病理观察
肺组织固定后石蜡包埋切片进行苏木精–伊红染色（hematoxylin-eosin staining，HE）染色，观察病理改变并进行病理评分。评分指标：（1）肺泡腔充血；（2）出血；（3）肺泡腔或血管壁中性粒细胞浸润聚集；（4）肺泡壁增厚和透明膜形成。评分标准参考文献[5]，0 分为无病变或轻微，1 分为轻度病变，2 分为中度病变，3 分为重度病变，4 分为极重度病变，各项分数相加作为病理评分。
1.3 统计学方法
采用 SPSS 23.0 统计软件。计量资料采用均数±标准差（
±s），而单因素方差（One-way ANOVA）分析用于组间比较，方差齐时选择 LSD t 检验用于组间两两比较，方差不齐时选择 Tamhane's T2 法用于组间两两比较。P<0.05 为差异有统计学意义。
2 结果
2.1 各组大鼠动脉血气分析值比较
与 C 组比较，S 组 PaO2 降低、PaCO2 增加（P<0.05）；T1 时刻：与 S0 组比较，S1.0 至 S2.5 组动脉血 PaO2、PaCO2 无统计学差异（P>0.05）；T2 时刻：与 S0 组比较，S1.0 至 S2.5 动脉血 PaO2 升高、PaCO2 降低（P<0.05）；与 S2.0 组比较，S1.0 至 S1.5 动脉血 PaO2 降低、PaCO2 增高（P<0.05），而 S2.5 上述指标无统计学差异。详细见表 1。
表1
各组动脉血 PaO2、PaCO2 比较（
，n=6）
2.2 各组大鼠血清炎症因子
与 C 组比较，S 组 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度升高（P<0.05）；T1 时刻：与 S0 组比较，S1.0 至 S2.5 组 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度无统计学差异（P>0.05）；T2 时刻：与 S0 比较，S1.0 至 S2.5 组 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度降低（P<0.05）；与 S2.0 组比较，S1.0 至 S1.5 组 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度升高（P<0.05），而 S2.5 上述指标无统计学差异，详细见表 2。
表2
各组动物模型血清中 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度比较（
，n=6）
2.3 各组大鼠肺组织 W/D 比值与病理观察结果
与 C 组比较，S 组 W/D 比值、病理损伤评分升高（P<0.05）；T1 时刻：与 S0 比较，S1.0 至 S2.5 组 W/D 比值、病理评分无统计学差异（P>0.05）；T2 时刻：与 S0 比较，S1.0 至 S2.5 组 W/D 比值、病理评分降低（P<0.05），与 S2.0 组比较，S1.0 至 S1.5 组的 W/D 比值、病理损伤评分升高（P<0.05），S2.5 组无统计学差异。详细结果见表 3。各组肺组织病理染色见图 1、图 2，结果提示七氟烷吸入能有效地减轻高氧导致的肺损伤。
图1
各组大鼠在高氧处理 48 h（T1）肺组织病理像（HE×100）
a. C 组；b～f. S0 组、S1.0 组、S1.5 组、S2.0 组、S2.5 组。C 组肺组织肺泡腔清晰，结构完整，壁光滑，肺泡腔内无渗出液，肺泡间隔均匀一致。S0 至 S2.5 组肺组织正常结构均受到破坏，呈现弥漫性损伤，肺组织结构模糊，炎症细胞聚集，组织充血水肿、出血及透明膜形成，部分出现渗出液和漏出的红细胞（红色箭头所指区域为病变部位）
图2
各组大鼠在高氧处理后吸入七氟烷 1 h（T2）肺组织病理像（HE×100）
a. C 组；b～f. S0 组、S1.0 组、S1.5 组、S2.0 组、S2.5 组。C 组肺组织肺泡腔清晰，结构完整，壁光滑，肺泡腔内无渗出液，肺泡间隔均匀一致；S0 组表现为大量炎性粒细胞浸润，组织充血水肿，无明显的肺泡结构；S1.0 与 S1.5 组肺组织结构紊乱，肺泡边缘模糊，肺泡腔及肺间质内有较多的炎症细胞浸润，部分组织中伴水肿、透明膜形成、可见渗出液和漏出的红细胞；S2.0、S2.5 组肺泡纹理清晰，有少量的炎性细胞浸润，部分结构有破坏，渗出液与肿胀肺泡明显减少（红色箭头所指区域为病变部位）
表3
各组动物模型 W/D 比值与病理损伤评分比较（
，n=6）
3 讨论
本研究参考文献[4]的方法，应用吸入 95% 48 h 制作高氧性肺损伤模型，S 组中各组肺脏 HE 染色表明：肺组织正常结构均受到破坏、呈现弥漫性损伤、炎症细胞浸润、组织充血水肿、出血及透明膜形成。部分出现渗出液和漏出的红细胞，提示造模成功。给予七氟烷处理后，与七氟烷处理前比较，S1.0 至 S2.5 组大鼠病理损伤评分降低、动脉血 PaO2 升高、PaCO2 降低、肺组织 W/D 比值降低、血清炎症因子含量降低，而 S0 组上述指标无统计学差异，说明七氟烷可以对高氧导致的肺损伤产生保护作用。
HALI 的急性期有明显的肺泡–毛细血管屏障损伤，炎症因子在其中发挥重要作用。当吸入高浓度氧气时，肺组织直接暴露于高氧中，导致肺组织通透性增加，肺泡渗出增多以及肺泡表面活性物质减少，高氧还可促进肺内多种炎症因子表达，如 TNF-α、IL-8 和 IL-6 等[6]，TNF-α 是一种炎细胞因子，通过作用于细胞膜上的可溶性受体（TNFR1 与 TNFR2）激活凋亡蛋白 caspase-8 诱导细胞凋亡[7-8]，此外 TNF-α 还可以促进 IL-8、IL-6 的表达[9]，IL-8 通过诱导并趋化中心粒细胞浸润，以及与 FcγRIIa 受体结合加重肺损伤[10]，IL-8 作为中性粒细胞高敏感的激活剂与趋化剂，募集中性粒细胞介导微血管损伤，而肺泡中性粒细胞浸润是肺损伤的重要特征[11]；IL-6 被认为是肺损伤时激活 Rho 信号通路导致炎症性二次损伤的主要因素[12]。TNF-α 和 IL-6 主要通过 NF-κβ、p38、MAPK、JAK/STAT 及 JNK 等信号通路介导炎性细胞和炎性介质强化炎性反应，是评估早期肺损伤程度的重要指标[13]，本研究中 T1 时刻 S0 至 S2.5 组大鼠血清 TNF-α、IL-8 及 IL-6 较 C 组升高也印证了上述观点。
七氟烷因具有诱导快、苏醒迅速、呼吸道刺激小等优点已广泛应用于临床麻醉，其可以通过抗炎、抗氧化作用发挥重要器官的保护作用，Ferrando 等[2]的研究表明七氟烷对急性呼吸窘迫综合征中肺的保护作用与炎症得到抑制有关；Yang 等[14]的研究表明七氟烷可以通过调节 c-PLA2 的表达减轻机械通气相关肺损伤；Luo 等[3]的研究证实七氟烷可以减轻肠缺血再灌注导致的肺损伤；然而七氟烷对高氧导致的肺损伤是否具有保护效应还研究尚少。本研究发现七氟烷能有效地减轻高氧导致的肺损伤，由此降低了肺组织的通透性、改善了肺组的通气与换气功能、降低炎症反应强度，产生这种结果的原因可能与七氟烷能降低炎症反应以及抑制肺损伤后低氧性肺血管收缩有关[15-16]，Toll-NF-κB 是生物体内广泛存在的炎症信号通路，活化的 NF-κB 进入细胞核调节炎性因子的表达，研究已经证实七氟烷的器官保护作用与抑制该信号通活性有关[17-18]，因此，本实验中七氟烷是否也是通过此信号通路发挥保护作用，也是我们下步实验需要验证的。同时我们还观察到随着七氟烷吸入浓度的升高，其肺保护效应也逐渐增强，且肺保护效应在七氟烷浓度为 2.0% 时达到顶峰，随后逐渐下降。这与 Wang 等[19]的实验结果不一致，他们发现经过浓度为 2.5% 七氟烷治疗 30 min 可以减轻大鼠内毒素导致的肺损伤。分析差异的可能原因是七氟烷治疗的时间不同以及大鼠的周龄不一致。
综上表明，七氟烷吸入能通过抗炎作用改善大鼠高氧造成的肺损伤，这将为临床上治疗 HALI 提供新的思路和策略，其中以 2.0% 浓度效果最佳，此后七氟烷浓度增加也并未提高肺保护作用，但其具体机制有待进一步研究。
利益冲突：本研究不涉及任何利益冲突。
急性肺损伤是临床上常见的急危重症之一，病死率高，临床上引起肺损伤的病因主要包括：机械通气、高氧、严重肺部感染、脓毒症、脂肪栓塞、输血相关性损伤、胃酸吸入、重症胰腺炎等。氧疗在临床麻醉应用广泛，对自身存在严重的肺基础疾病的患者，临床麻醉可能诱发高氧性急性肺损伤（hyperoxia-induced lung injury，HALI）[1]，对自身存在严重的肺基础疾病的患者，可影响术后康复。
七氟烷一种广泛应用于临床的吸入麻醉药，研究认为能降低组织炎症、抗氧化应激的作用[2-3]，但对 HALL 是否有保护作用尚未知。据此，本研究拟探讨七氟烷对高氧造成的肺损伤是否存在保护功能，并探讨适宜的七氟烷浓度。
1 材料与方法
1.1 实验动物、主要试剂与仪器
SPF 级健康 SD 大鼠 72 只，体重 120～150 g，购自川北医学院动物实验中心［动物生产许可证编号：SCXK（川）2018-18］。七氟烷（产品批号 19090931）；纯氧（川北医学院麻醉系）；酶联免疫吸附试验试剂盒（欣博盛，中国）；4% 多聚甲醛固定液 AR1068（博士德，中国）；10% 水合氯醛溶液 XFSJ1477（信帆生物，中国）。麻醉机 Drger Fabius ®plus（德尔格，德国）；氧浓度检测仪（CiTicel，英国）；血气分析仪 GEM premier 3000（GEM，美国）；电子天平 YB2002-E（上海力能电子，中国）；电热鼓风干燥箱 WGL-125B（天津泰斯特仪器，中国）；气相色谱仪 7890A（安捷伦科技，美国）。
1.2 方法
1.2.1 实验分组及处理
大鼠适应性喂养一周后随机分为：对照组 C 组、不同浓度七氟烷处理 S 组，S 组包含 5 个亚组。参考文献[4]的方法，C 组不作任何处理，S 组采用自制的鼠笼连接麻醉机螺纹管，向鼠笼内持续供氧，氧流量 5 L/min，用氧浓度检测仪动态监测鼠笼内及废气排出口氧气浓度，使其维持在 95% 以上，持续 48 h 后停止供氧以建立高氧性肺损伤模型。造模后 S0 组、S1 组、S1.5 组、S2.0 组、S2.5 组大鼠分别自由吸入浓度维持在 0%、1.0%、1.5%、2.0%、2.5% 的七氟烷 1 h，七氟烷浓度据气相色谱仪监测调整，C 组自由呼吸空气 1 h。
1.2.2 实验取材
腹腔注射 4 mL/kg 的 10% 水合氯醛麻醉大鼠，待大鼠睫毛反射消失后，固定大鼠于手术解剖板，分离腹主动脉，穿刺抽取动脉血，储存于 1.5 mL EP 管内放置于–80 ℃ 冰箱冻存备用，另抽取 3 mL 左右血液于肝素化容器中，用 GEM premier 3000 进行血气分析。处死大鼠后立即剪开腹部皮肤、筋膜，提起剑突，打开胸腔，迅速解剖切除双侧肺。将左侧肺置于无菌培养皿内，将右侧肺用磷酸盐缓冲液清洗表面血液后，立即置于 4% 的多聚甲醛中固定 24～48 h。整个标本操作过程迅速，预防动脉血溶血及左肺在空气中暴露时间过长，导致水分蒸发。
1.2.3 动脉血气分析
采用 GEM premier 3000 血气分析仪检测动脉血氧分压（arterial partial pressure of oxygen，PaO2）和动脉血二氧化碳分压（arterial partial pressure of carbon dioxide，PaCO2），每管血连续测 3 次。
1.2.4 炎症因子测定
从深低温冰箱取出冻存动脉血的 EP 管，室温下解冻。待解冻完全后，4 °C 2 000 r/min 高速离心 5 min，小心吸取上清液 100 μL，参照欣博盛公司试剂盒内说明书进行酶联免疫吸附试验测定肿瘤坏死因子（tumor necrosis factor，TNF）-α、白细胞介素（interleukin，IL）-8、IL-6。
1.2.5 肺组织湿/干比测定
使用电子微量天平精确称重左肺，记录为湿重（W），然后置于 80 ℃ 烤箱内烘干 24 h 后连续测量三次至重量不再变化后记录为干重（D），记录 W/D 值。通常，W/D 比值>4，提示肺组织水肿。
1.2.6 肺组织病理观察
肺组织固定后石蜡包埋切片进行苏木精–伊红染色（hematoxylin-eosin staining，HE）染色，观察病理改变并进行病理评分。评分指标：（1）肺泡腔充血；（2）出血；（3）肺泡腔或血管壁中性粒细胞浸润聚集；（4）肺泡壁增厚和透明膜形成。评分标准参考文献[5]，0 分为无病变或轻微，1 分为轻度病变，2 分为中度病变，3 分为重度病变，4 分为极重度病变，各项分数相加作为病理评分。
1.3 统计学方法
采用 SPSS 23.0 统计软件。计量资料采用均数±标准差（±s），而单因素方差（One-way ANOVA）分析用于组间比较，方差齐时选择 LSD t 检验用于组间两两比较，方差不齐时选择 Tamhane's T2 法用于组间两两比较。P<0.05 为差异有统计学意义。
2 结果
2.1 各组大鼠动脉血气分析值比较
与 C 组比较，S 组 PaO2 降低、PaCO2 增加（P<0.05）；T1 时刻：与 S0 组比较，S1.0 至 S2.5 组动脉血 PaO2、PaCO2 无统计学差异（P>0.05）；T2 时刻：与 S0 组比较，S1.0 至 S2.5 动脉血 PaO2 升高、PaCO2 降低（P<0.05）；与 S2.0 组比较，S1.0 至 S1.5 动脉血 PaO2 降低、PaCO2 增高（P<0.05），而 S2.5 上述指标无统计学差异。详细见表 1。
表1
各组动脉血 PaO2、PaCO2 比较（，n=6）
2.2 各组大鼠血清炎症因子
与 C 组比较，S 组 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度升高（P<0.05）；T1 时刻：与 S0 组比较，S1.0 至 S2.5 组 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度无统计学差异（P>0.05）；T2 时刻：与 S0 比较，S1.0 至 S2.5 组 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度降低（P<0.05）；与 S2.0 组比较，S1.0 至 S1.5 组 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度升高（P<0.05），而 S2.5 上述指标无统计学差异，详细见表 2。
表2
各组动物模型血清中 TNF-α、IL-8 及 IL-6 浓度比较（，n=6）
2.3 各组大鼠肺组织 W/D 比值与病理观察结果
与 C 组比较，S 组 W/D 比值、病理损伤评分升高（P<0.05）；T1 时刻：与 S0 比较，S1.0 至 S2.5 组 W/D 比值、病理评分无统计学差异（P>0.05）；T2 时刻：与 S0 比较，S1.0 至 S2.5 组 W/D 比值、病理评分降低（P<0.05），与 S2.0 组比较，S1.0 至 S1.5 组的 W/D 比值、病理损伤评分升高（P<0.05），S2.5 组无统计学差异。详细结果见表 3。各组肺组织病理染色见图 1、图 2，结果提示七氟烷吸入能有效地减轻高氧导致的肺损伤。
图1
各组大鼠在高氧处理 48 h（T1）肺组织病理像（HE×100）
a. C 组；b～f. S0 组、S1.0 组、S1.5 组、S2.0 组、S2.5 组。C 组肺组织肺泡腔清晰，结构完整，壁光滑，肺泡腔内无渗出液，肺泡间隔均匀一致。S0 至 S2.5 组肺组织正常结构均受到破坏，呈现弥漫性损伤，肺组织结构模糊，炎症细胞聚集，组织充血水肿、出血及透明膜形成，部分出现渗出液和漏出的红细胞（红色箭头所指区域为病变部位）
图2
各组大鼠在高氧处理后吸入七氟烷 1 h（T2）肺组织病理像（HE×100）
a. C 组；b～f. S0 组、S1.0 组、S1.5 组、S2.0 组、S2.5 组。C 组肺组织肺泡腔清晰，结构完整，壁光滑，肺泡腔内无渗出液，肺泡间隔均匀一致；S0 组表现为大量炎性粒细胞浸润，组织充血水肿，无明显的肺泡结构；S1.0 与 S1.5 组肺组织结构紊乱，肺泡边缘模糊，肺泡腔及肺间质内有较多的炎症细胞浸润，部分组织中伴水肿、透明膜形成、可见渗出液和漏出的红细胞；S2.0、S2.5 组肺泡纹理清晰，有少量的炎性细胞浸润，部分结构有破坏，渗出液与肿胀肺泡明显减少（红色箭头所指区域为病变部位）
表3
各组动物模型 W/D 比值与病理损伤评分比较（，n=6）
3 讨论
本研究参考文献[4]的方法，应用吸入 95% 48 h 制作高氧性肺损伤模型，S 组中各组肺脏 HE 染色表明：肺组织正常结构均受到破坏、呈现弥漫性损伤、炎症细胞浸润、组织充血水肿、出血及透明膜形成。部分出现渗出液和漏出的红细胞，提示造模成功。给予七氟烷处理后，与七氟烷处理前比较，S1.0 至 S2.5 组大鼠病理损伤评分降低、动脉血 PaO2 升高、PaCO2 降低、肺组织 W/D 比值降低、血清炎症因子含量降低，而 S0 组上述指标无统计学差异，说明七氟烷可以对高氧导致的肺损伤产生保护作用。
HALI 的急性期有明显的肺泡–毛细血管屏障损伤，炎症因子在其中发挥重要作用。当吸入高浓度氧气时，肺组织直接暴露于高氧中，导致肺组织通透性增加，肺泡渗出增多以及肺泡表面活性物质减少，高氧还可促进肺内多种炎症因子表达，如 TNF-α、IL-8 和 IL-6 等[6]，TNF-α 是一种炎细胞因子，通过作用于细胞膜上的可溶性受体（TNFR1 与 TNFR2）激活凋亡蛋白 caspase-8 诱导细胞凋亡[7-8]，此外 TNF-α 还可以促进 IL-8、IL-6 的表达[9]，IL-8 通过诱导并趋化中心粒细胞浸润，以及与 FcγRIIa 受体结合加重肺损伤[10]，IL-8 作为中性粒细胞高敏感的激活剂与趋化剂，募集中性粒细胞介导微血管损伤，而肺泡中性粒细胞浸润是肺损伤的重要特征[11]；IL-6 被认为是肺损伤时激活 Rho 信号通路导致炎症性二次损伤的主要因素[12]。TNF-α 和 IL-6 主要通过 NF-κβ、p38、MAPK、JAK/STAT 及 JNK 等信号通路介导炎性细胞和炎性介质强化炎性反应，是评估早期肺损伤程度的重要指标[13]，本研究中 T1 时刻 S0 至 S2.5 组大鼠血清 TNF-α、IL-8 及 IL-6 较 C 组升高也印证了上述观点。
七氟烷因具有诱导快、苏醒迅速、呼吸道刺激小等优点已广泛应用于临床麻醉，其可以通过抗炎、抗氧化作用发挥重要器官的保护作用，Ferrando 等[2]的研究表明七氟烷对急性呼吸窘迫综合征中肺的保护作用与炎症得到抑制有关；Yang 等[14]的研究表明七氟烷可以通过调节 c-PLA2 的表达减轻机械通气相关肺损伤；Luo 等[3]的研究证实七氟烷可以减轻肠缺血再灌注导致的肺损伤；然而七氟烷对高氧导致的肺损伤是否具有保护效应还研究尚少。本研究发现七氟烷能有效地减轻高氧导致的肺损伤，由此降低了肺组织的通透性、改善了肺组的通气与换气功能、降低炎症反应强度，产生这种结果的原因可能与七氟烷能降低炎症反应以及抑制肺损伤后低氧性肺血管收缩有关[15-16]，Toll-NF-κB 是生物体内广泛存在的炎症信号通路，活化的 NF-κB 进入细胞核调节炎性因子的表达，研究已经证实七氟烷的器官保护作用与抑制该信号通活性有关[17-18]，因此，本实验中七氟烷是否也是通过此信号通路发挥保护作用，也是我们下步实验需要验证的。同时我们还观察到随着七氟烷吸入浓度的升高，其肺保护效应也逐渐增强，且肺保护效应在七氟烷浓度为 2.0% 时达到顶峰，随后逐渐下降。这与 Wang 等[19]的实验结果不一致，他们发现经过浓度为 2.5% 七氟烷治疗 30 min 可以减轻大鼠内毒素导致的肺损伤。分析差异的可能原因是七氟烷治疗的时间不同以及大鼠的周龄不一致。
综上表明，七氟烷吸入能通过抗炎作用改善大鼠高氧造成的肺损伤，这将为临床上治疗 HALI 提供新的思路和策略，其中以 2.0% 浓度效果最佳，此后七氟烷浓度增加也并未提高肺保护作用，但其具体机制有待进一步研究。
利益冲突：本研究不涉及任何利益冲突。
